RNA提取,RT-PCR实验报告
RNA制备及其鉴定
实验目的初步掌握组织总RNA制备的原理及其基本方法，掌握RNA纯度鉴
定的基本方法。
实验原理
细胞内的RNA通常与蛋白质结合，以核蛋白（RNP）的形式存在。分离制备RNA时，首先必须破碎细胞，使RNP释放到溶液中并与蛋白质分离，然后将RNA同其他的细胞成分分离开并保证RNA的完整性。本次实验我们选用了Trizol法分离提取小鼠肝组织的总RNA，Trizol法分离提取的RNA产率高、纯度好且不易降解。
评价RNA质量的标准是RNA的均一性和完整性。均一的RNA取决于有效的去除RNA提取物中的DNA、蛋白质和其他杂质；完整的RNA取决于最大限度地避免纯化过程中内源性及外源性RNA酶对RNA的降解。通常采用紫外分光光度法测定RNA的浓度和纯度，纯RNA的A260/A280=2.0，但由于所用的标本不同，此比值有一定的变化，一般在1.8~2.0之间，低于改值表明有蛋白污染，需进一步用酚/氯仿抽提。RNA的完整性可通过琼脂糖电泳法进行鉴定。完整的RNA电泳时，28S和18SrRNA经EB染色后，两条电泳条带的显色强度近似为2比1。
本实验中几个重要试剂的作用：
Trizol试剂：Trizol的主要成分是苯酚、异硫氰酸胍、十二烷基肌氨酸钠、β-巯基乙醇、醋酸钠、柠檬酸钠。它的主要作用是1、裂解细胞，使细胞中的蛋白、核酸物质解聚得到释放。2、使蛋白质变性，有利于DNA和RNA与蛋白质的分离。3、抑制内源和外源RNase。
氯仿：氯仿的作用有多个方面，一、作为有机溶剂变性蛋白，使其沉淀并通过离心除去。二、通过变性作用抑制RNase活性；三、通过氯仿把水相里参与的苯酚抽提掉；四、作为溶剂抽提样品中的一些脂溶性杂质（比如油脂、脂溶性色素等），起到一定除杂作用。
异丙醇：异丙醇是沉淀核酸用的，作用和乙醇一样。只不过用量要比乙醇少。异丙醇是等体积，而乙醇一般需要2.5倍体积。在水相很多，离心管容积有限，加不下太多乙醇的时候一般会用异丙醇沉淀。
75%乙醇：应用无水乙醇+DEPC水制备。用乙醇洗涤沉淀，可去除所有残留的蛋白质和无机盐.RNA样品中如果含有无机盐,有可能对后续实验操作中的一些酶促反应产生抑制作用。
实验步骤按规定的操作步骤进行操作，特别注意创造一个无RNA酶的环境。实验结果
经RNA琼脂糖电泳后，紫外灯下观察RNA分离情况如下图：
可观察到未见明显28S和18S条带，可见少量5S条带，实验结果并不满意。
采用紫外分光光度法测定出RNA的浓度和纯度，结果如下：
RNA的A260/A280=1.057/0.920=1.15，说明有蛋白污染，RNA纯度不高。实验讨论
实验结果中未见28S和18S条带，5S条带显色强度不强，说明RNA已被大量降解或者起初提取的RNA总量并不是很大。有多种原因可能会导致这种结果，回顾操作过程中的细节并总结分析，可以得到如下结论：
1、RNA酶是一种耐热、耐酸、耐碱、不需要辅助因子且能迅速降解RNA 的一种酶，蛋白质变性剂只能使之暂时失活，变性剂去除后，其活性又可恢复，而且这种酶广泛存在于人的皮肤、周围的环境中。在操作本实验时，实验室人多且经常活动，使用枪头的时候用完之后没有及时盖上，对着EP管呼吸等难免会有或多或少的RNA酶污染试剂或试管污染，从而导致实验失败。
2、在匀浆时加入了2mlTrizol试剂，导致匀浆体积太大，匀浆后，为保证后续操作步骤能与其他组同步，我们选择倒掉了一部分匀浆液，因而造成本组RNA 总量减少，从而导致实验失败。
3、RNA的A260/A280=1.057/0.920=1.15，一是说明可能有蛋白DNA残留，二是说明可能有酚残留，原因可能是抽提的时候操作不当。可用氯仿重新抽提，沉淀，溶解。另外也有可能是分光光度计设备的问题。
综上所述，在进行RNA制备及鉴定实验的时候一定要特别注意创造一个无RNA 酶的环境，每一个操作步骤都应该胆大心细，尽量避免不规范的操作。
反转录-聚合酶链反应（RT-PCR）技术
实验目的：通过本实验，掌握RT-PCR的基本原理和基本操作技能。
实验原理：
PCR是一种在体外大量扩增特异基因片段的分子生物学技术。其利用合成的两段已知序列的寡核苷酸作为引物，将位于两引物之间的特定基因片段进行复制，经过多次循环，使模板上特定基因拷贝数呈指数级增长，具有省时、操作简便、特异性强、灵敏度高、效率高、应用范围广等特点。PCR反应过程分为三步：变性、退火、延伸。RT-PCR其基本原理是将mRNA反转录合成cDNA后再
经PCR进行大量扩增，实质上是对mRNA的扩增，我们常利用此技术克隆cDNA 或分析某一特异基因在组织细胞中的表达情况。利用此技术进行特定基因片段的克隆时，要特别注意引物的设计。
实验步骤按规定的操作步骤进行操作。
实验结果
经PCR产物琼脂糖电泳后，紫外灯下观察PCR产物分离情况如下图：
可观察到，与对照组相比，未见明显的PCR产物条带出现，实验结果并不满意。
实验讨论
与对照组相比，未见明显的PCR产物条带出现，可能的原因有很多，可主要分为以下几点：
1、在RNA制备及鉴定实验中，我们可以观察到的结果是RNA被大量降解，这样可能导致在进一步反转录成cDNA和PCR时，几乎没有模板，从而导致实验失败。
2、PCR反应体系应该是最有可能导致实验失败的地方，但是从对照组来看，对照组条带显色很强，所以基本上可以排除PCR反应体系出现问题的情况。
3、电泳时，在向加样孔中加样时，可能会因没有混匀或操作不当而导致样品丢失，我们在操作这一步骤时，虽然有大部分样品都沉淀在加样孔中，但是仍有部分样品漂浮起来，这也可能是导致失败的一个原因。另外，加试剂顺序可能也会影响电泳的结果。
综上所述，在做RT-PCR时，首先要对提取的总RNA的量进行鉴定，最好是电泳，以确定RNA的纯度和浓度。然后再进行反转录、PCR以获取自己想要的基因片段。在PCR时，PCR反应体系也是一个十分重要的部分，要保证反应体系无误。例外，实验技能的操作规范程度、熟练程度也是影响实验结果的一个重要因素。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验
一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，
动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖 三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。 四讨论和结论： 通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
青蛙解剖实验报告
2012 级应心班《人体解剖生理学》实验内容 一、人体基本组织的观察 （一）实验目的观察并掌握人体四大基本组织的结构特点及功能。 （二）实验材料四大基本组织的永久装片；显微镜 （三）实验要求正确使用显微镜，观察各种组织的基本特征。注：实验前请复习四大基本组织的结构特点和功能。 二、人神经系统的形态观察 （一）实验目的 1. 观察脊髓的形态结，了解脊神经的组成。 2. 观察脑干的的形态结构和脑神经进出脑干的部位，了解脑干中的主要神经核团和纤维束的位置。 3. 观察间脑、小脑和大脑的形态结构，辨认大脑半球的主要沟、回和分叶。 （二）实验材料脊髓模型；脑干模型；人脑模型；脊髓横切片；显微镜 （三）实验要求观察各模型加深对神经系统的认识；正确使用显微镜，观察脊髓横切片。注：实验前请复习神经系统的结构组成和功能。 三、反射弧的分析和脊髓反射的观察 （一）实验目的 1. 通过用脊蛙（去除脑保留脊髓的蛙，成为脊蛙）分析屈肌反射的反射弧的组成部分，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。 2. 观察脊髓的反射活动并研究脊髓反射中枢活动的若干特征。 （二）实验原理 （三）材料与方法 1 材料 1.1 实验动物青蛙 1.2 器材蛙类手术器械 1 套，铁支架，电刺激器，刺激电极，秒表，棉球，纱布，培 养皿 2 个，烧杯 1.3 药品 0.5% 硫酸， 1%硫酸 2 试验方法与步骤 2.1 制备脊髓动物：取青蛙一只，用剪刀横向插入口腔，从鼓膜后缘处剪去颅脑部，保留下颌部分。以棉球压迫创口止血，然后用止血钳夹住下颌，悬挂在铁支架上。 2.2 正常脊髓反射的观察 2.3 搔扒反射：将浸以 0.5%硫酸的小滤纸片一块，贴在青蛙腹部下段的皮肤上，可见四肢向此处搔扒，直到去掉滤纸片为止，之后用清水冲洗皮肤。 2.4 反射时的测定：用培养皿分别盛 0.5%和 1%硫酸溶液，将青蛙左后肢的脚趾尖浸于硫酸溶液中，同时用秒表记录从浸入时起到发生屈腿发射所需的时间，即反射时。观察后立即将该足趾浸入清水中浸洗几次，然后用纱布拭干。按上法重复三次，求其平均值，此值即为反射时。 2.5 将两对电极连接到刺激器 2.6 反射弧的分析 2.6.1 剥去左肢皮肤：在左侧后肢趾关节上方，将皮肤作一环状切口，将足部皮肤剥掉。 2.6.2 1% 硫酸刺激左趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.3 1% 硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.4 1% 硫酸滤纸片贴在左小腿切口上面的皮肤上，观察活动情况。 2.6.5 分离右侧大腿背侧坐骨神经干，两侧结扎，中间剪断，1%硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动。 2.6.6 刺激神经两端：以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和外周端，观察腿部反应。 2.6.7 破坏脊髓：以探针捣毁青蛙脊髓后，以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和 外周端，观察腿部反应。 2.6.8 刺激腓肠肌：直接刺激右侧腓肠肌，观察有何反应。
动物实验报告修订稿
动物实验报告 集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-
实验动物学实验报告学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠
尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 Document number：NOCG-YUNOO-BUYTT-UU986-1986UT
实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 抓取：左手抓小鼠的尾根部 固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 抓取和固定小鼠 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 灌胃法 按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 用大鼠重复同样操作 注射给药 皮下注射 用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 用大鼠重复同样操作 腹腔注射 以左手固定小鼠，使腹部向上， 右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 用大鼠重复同样操作 尾静脉注射 先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院: 学号: 姓名 时间: 实验一:小鼠实验 一、实验目得 1、掌握小鼠抓取、固定得基本方法; ２、掌握小鼠得雌雄鉴别方法; 3、掌握小鼠得标记方法; ４、掌握小鼠得基本采血技术; ５、掌握小鼠得常用给药方法; ６、掌握小鼠得解剖方法,熟悉内部脏器得自然位置; 二、实验材料 1、实验动物:每组两只雌鼠,两只雄鼠; 2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器与小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml 注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛; 三、实验内容及方法 1、小鼠得抓取与固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指与食指抓住小鼠得两耳与颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可、这种在手中固定方式,能进行实验动物得灌胃、皮下、肌肉与腹腔注射以及其她实验操作。 2、小鼠得雌雄鉴别 雄鼠得阴囊明显,雄鼠可见阴道开口与五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门得距离判定,近者为雌,远者为雄、另外,雌鼠肛门与生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门与生殖器之间长毛。
3、小鼠得标记方法 １)耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。 ２)剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠; 3)染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物得不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。 ４、小鼠得基本采血 １)剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在４5℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。将鼠尾擦干,再用刀片剪去1—2ｍm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。取血后,先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口、也可采用切割尾静脉得方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0、2~0、3ｍl血,切割后用棉球压迫止血、这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长得间隔时间连续取血,进行血常规检查。 2)眼眶后静脉丛取血 当需中等量得血液,而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方
仓鼠科学实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除 仓鼠科学实验报告 篇一：生物实验报告 探究小鼠走迷宫获取食物的学习行为 实验报告 提出问题：小鼠是否能经过训练，在很短的时间内形成一种新的行为？作出假设：仓鼠能够在短时间内形成一种新的行为。 制定计划：1.准备硬纸板、剪刀、透明胶、铅笔等工具用来制作迷宫。 2.准备坚果、花生等食物放在迷宫的尽头。 3.准备一只仓鼠从固定地点放好食物，让仓鼠在迷宫中自由活动，必要时可引一下。若仓鼠去到食物存放地点，让其进食一段时间后放回饲养笼中。4、数次训练，直至仓鼠可以进入迷宫就直奔食物存放点为止。 实验过程： 结论：仓鼠在经过训练后能在短时间内形成一种新的行为。
篇二：探究仓鼠学习行为教学设计 探究仓鼠的学习行为 ——实验课教学设计 实验介绍 本实验课可以在学生学习完济南版七年级上第二章第 三节《动物的行为》之后安排，以仓鼠为实验动物，鼓励学生小组互助合作，自行选择实验器材，自主拟定实验方案，兼顾科学性与可行性，多角度探究“仓鼠的学习行为”，共同体验生物科学探究的六大环节：提出问题→作出假设→制定计划→实施计划→得出结论→表达交流。 实验目标 1.观察仓鼠的形态特征，了解仓鼠的动物行为及原因。 2.学会对照、测量等研究方法，尝试独立设计探究方案。 3.认同生物与环境相适应的观点，在认同生物多样性的基础上，爱护动物，保护环境。学情分析 初一的学生具有强烈的求知欲，喜欢操作一些趣味性的实验，因此给学生提供在花鸟鱼虫市场上常见的仓鼠作为实验动物，能提高学生积极探索的欲望，主动进行探究活动。抓住这些特点，活动始终将“疑”作为一条主线贯穿全程，引导学生不断寻求、探究解决问题的新方法，拓宽学生思维的领域，逐步培养学生形成立体思维空间。 实验的重、难点
实验动物学实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液
吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 3.1.3用大鼠重复同样操作 3.2 注射给药 3.2.1皮下注射 3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3.2.1.3用大鼠重复同样操作 3.2.2腹腔注射 3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上， 3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 3.2.2.3用大鼠重复同样操作 3.2.3尾静脉注射 3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 3.2.3.2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手
原生动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的 去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实验内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别、发情和配种的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除术 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 雄性不育小鼠的制备 三实验的方法 1 小鼠的抓取： 抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳 和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验 操作作用。 2 实验动物性别、发情和配种的鉴定： 1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离性别鉴定： ○ 近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛 2 动物仰卧保定，观察乳头。雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。小沟。○ 发情鉴定（阴道分泌物检查） 材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠 原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道 膜发生典型的变化。 操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小 鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。 2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液 器吸头将其均匀涂抹开。 3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。 4. 待其干燥后， 先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干 燥，待检。 5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。附：小鼠发情周期阴道细胞的 变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后 2～3小时。 配种鉴定：○1 阴道栓法 ○2 涂片检查法。 3 小鼠编号的标记方法： 用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢 为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜 色可以染到99。 4 小鼠被毛去除： 给药途径和方法：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5
动物生理学实验报告 实验 3
动物生理学实验报告实验3 （Ⅰ）家兔动脉血压的神经、体液调节 （Ⅱ）家兔离体肠段平滑肌的生理特征 顾昕 2002302060 生物技术日期04/06/03 目的要求 1.学习直接测定家兔动脉血压的急性实验方法； 2.观察神经、体液因素对心血管活动的影响。 3.学习离体肠段平滑肌的实验方法； 4.了解肠段平滑肌的生理特征。 基本原理 在正常生理情况下，人和高等动物的动脉血压是相对稳定的。这种相对稳定性是通过神经和体液因素的调节而实现的，其中以颈动脉窦-主动脉弓压力感受性反射尤为重要。此反射既可使生高的血压下降，又可使降低的血压升高，故有血压缓冲反射之称谓。家兔的主动脉神经在解剖上独成一支，易于分离及观察其作用。 本实验是应用液导系统直接测定动脉血压。即由动脉插管与压力传感器连通，其内充满抗凝液体，构成液导系统，将动脉插管插入动脉内，动脉内的压力及其变化，可通过封闭的液导系统传递到压力传感器，并由计算机采集系统记录下来。 哺乳动物消化管平滑肌具有肌组织共有的特性，如兴奋性、传导性和收缩性等。但消化管平滑肌又有其特点，即兴奋性较低，收缩缓慢，富有伸展性，具有紧张性、自动节律性，对化学、温度和机械牵张刺激较敏感等。这些特性可维持消化管内一定的压力，保持胃肠等一定的形态和位置，适合于消化管内容物的理化变化，在体内受中枢神经系统和体液因素的调节。将离体组织器官置于模拟体内环境的溶液中，可在一定时间内保持其功能。本实验以台氏液作灌输液，在体
外观察及记录哺乳动物离体肠段的一般生理特性。 动物与器材 家兔、兔手术台、麦氏浴槽、常用手术器械、止血钳（4~6把）、眼科剪、支架、烧瓶夹、酒精灯（电炉）或恒温平滑肌槽、烧杯（500mL3个，100mL1个）、双凹夹、气管插管、动脉插管、三通管、动脉夹、计算机采集系统、压力传感器、张力传感器、二联球、温度计（2支）、台氏液、保护电极、照明灯、纱布、棉球、丝线、注射器（1ml、5ml、20ml）、生理盐水、4%柠檬酸钠、20%~25%氨基甲酸乙酯、肝素（200U/ml）、肾上腺素（1：5000）、乙酰胆碱（1：10000）、阿托品针剂（1支）等。 方法与步骤 一． 家兔动脉血压的神经、体液调节 1.实验仪器的准备 打开计算机采集系统，接通张力传感器。从显示器的“实验项目” 中找出“循环实验”的“家兔血压的调节”条，使显示器显示压力读数。 2.连通液导系统并制压 将压力传感器的下方支管，通过输液管连接三通管，再连接动脉插管。上侧管供制压时排除管内空气使用。先用装有20mL4%柠檬酸钠的 注射器，通过三通管向连接动脉插管的输液管内推注，使之充满液体（不 要使动脉插管高过压力传感器的上方支管）后，再用止血钳夹住动脉插 管端的输液管。然后继续向三通管内推注，直至充满压力传感器的上方 支管，并用塞子塞住（注意：液导系统内不可有气泡）。继续向三通管内 推注，同时观察显示器上压力变化。当加压到120mmHg时即可关闭三通 管。观察压力是否发生变化，如果压力下降，则需要检查液导系统的漏 液原因，并重新制压。调节血压显示器的灵敏度，使30~130mmHg的变 化都能在显示器上明显地反映出来。将动脉插管端的导管内充满肝素溶 液。 3.动物的准备 （1） 麻醉动物取家兔一只，称重并剪去耳缘静脉上的被毛。用20ml 注射器由耳缘静脉缓慢推注20%（或25%）氨基甲酸乙酯（1g/kg
动物实验的基本操作技术实验报告
实验报告 一、实验目的 1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术 2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术 3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义 4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察 5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法 二、实验材料和器材 1.动物：小鼠 2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。 三、实验方法 1.对小鼠进行观察 观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。 2.小鼠的捉拿 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。 3.小鼠性别鉴定 主要观察肛门与生殖器之间的距离。雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。 4.小鼠称重 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。 5.小鼠灌胃 1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算： V=25.950*0.1/10=0.26ml 用注射器取0.26ml液体（自来水）； 2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线； 3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。 6. 腹腔注射 1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。 2）按“三-2-1）”的方法捉拿小鼠，并使小鼠腹腔向上； 3）事先吸取好液体的注射器针尖平面朝上，平行扎入皮内后，注射器与腹腔呈45度角刺入腹腔，感觉针尖部分可以移动，将注射针向后抽出一点，注射样品。 7. 小鼠处死 右手抓住鼠用力向后拉,同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头,将脊髓与脑髓拉断,鼠即死亡。
药物抽吸实验报告doc
药物抽吸实验报告 篇一：基础护理本科实验报告册(下) 基础护理操作实验报告册（下） （ 201 — 201 学年度第学期） 专业年级学号姓名教师 基础护理实验教学学生守则 一、认真执行黄石理工学院实验室安全管理条例。 二、课前应认真预习实验指导及教材相关内容，明确此次实验的目的及基本操作要求。 三、应穿戴好护士服、护士帽，着装整洁规范，方可进入实训室。四、进入实训室不要大声喧哗，保持肃静，做到“四轻”：即走路轻、说话轻、操作轻、开关门窗轻。 五、严格遵守纪律，不迟到、不早退、未经请假不得离开实训场地。六、实训前各小组自行准备用物，检查所需的仪器设备、用品是否完好齐备，如有缺损应及时向教师报告，各组间不得随意调换。七、实训时严格遵守操作规程，爱护实训室设备和操作用物，使用大型仪器设备时，必须在教师的指导下进行操作，严禁随意搬动、违章操作。对于损坏的仪器设备和用物，应及时向指导教师汇报，查明原因，按情节由责任人赔偿。 八、实训完毕应将物品擦净，清点并归还原位，打扫室内卫生，保持实训室整洁，关好水电、门窗，经指导教师检
查后，方可离开实训室。九、课外时间如中午、晚自习、周末等，学生可以到实训室练习操作，但须先预约，领取实训室钥匙并登记，遵守实训室规定，不得从事与实训无关的活动。 十、实训课后，认真完成实验报告，交实验指导教师进行批阅。 实验报告填写说明 一、实验报告填写内容包括补充预习作业中的操作目的、操作用物、主要操作步骤、操作注意事项，认真思考填写操作练习反馈表。二、操作练习反馈表的内容包括自我反馈、小组反馈、小结性反馈和指导教师反馈四个部分。自我反馈由操作者本人填写，主要填写练习操作过程中自我察觉到的操作错误；小组反馈由同一练习小组其他同学负责填写，主要填写小组同学观察该学生在练习操作时发现的优点与操作失误；小结性反馈由操作者本人填写，主要填写结合自我反馈和小组反馈意见，对自己一次操作课上所有的练习进行综合评价和小结；指导教师反馈由操作指导教师负责完成，主要是根据学生操作练习时的表现，并结合学生自我反馈、小组反馈的结论，提出教师对该生操作练习水平总体的反馈意见。 三、在教师指导下，认真完成心理练习并如实记录。四、填写的内容必须具体、真实，字迹端正、清楚。
动物生理学实验指导实验报告
动物生理学实验指导教案 动物生理学研究性实验的程序与基本要求 《动物生理学》不仅是一门理论性很强的基础性学科，而且是实验性很强的学科，它的许多理论都来自科学实验结果。因此，在学生经过了一段时间的《动物生理学》理论的学习和一定的实验基本技术操作训练及经典性实验实践之后，进一步进行有关的《动物生理学》研究性实验的基本训练是非常必要的。通过实验设计、探索性实验过程，能使学生充分认识实验在科学理论产生和发展中的作用；培养学生的创新精神及观察和发现问题的能力；解决实际问题和分析、综合实验结果的能力；通过撰写研究性论文使学生学会用逻辑性语言表达研究结果的能力；为今后独立进行科学研究打下良好的基础。 实验一实验技术与实验仪器 一、动物生理学实验课程的教学目的 本课程旨在通过实验教学训练学生基本操作技能，培养其动手能力，并使学生通过该课程的学习与理论知识融会贯通；培养学生实事求是、严谨的科学作风和严密的科学逻辑思维方法，以及观察、分析、解决问题的综合能力。同时，通过学习实验课程中的新技术、新方法，使学生了解和掌握机能学科实验方法的更新和发展方向，启发学生在机能学科实验研究中的创新性思维。为培养学生的科学研究思维和科学研究能力奠定良好基础。 二、学习动物生理学实验课程的要求 1．做好实验前理论与操作准备 (1)熟悉相关理论知识，以明确相关实验的设计目的、实验原理以及正确的实验结果。 (2)预习实验教材中拟进行的实验内容，掌握实验目的与原理，了解实验步骤及操作要点、注意事项等。 2．以严谨的科学态度进行实验 (1)实验中严格按操作程序进行。实验小组各成员合理分工并密切合作，
注意培养自己的动手能力与独立解决实验过程中的问题的能力。 (2)仔细、耐心观察实验现象，认真做好记录。主动联系理论思考、分析实验结果和各种实验现象。认真总结实验成败原因。培养实事求是的科学作风。 (3)所进行的实验结果均应完整记录。整理分析其结果后书写出实验报告。 三、实验结果的记录方法与实验报告的书写要求 1．实验结果表示方法 (1)图形表示法：实验结果如以图形记录在实验仪器上的，可通过输出设备打印，再附在实验报告上。如神经肌肉的电活动记录，心肌、肠肌收缩曲线，血压曲线等。某些数据亦可经统计学处理后做成图形表示。如不同血药浓度与相应时间的对应关系，此时血药浓度为纵坐标、时间为横坐标，描记出药时曲线图形。 (2)数据表示法：实验结果以测定数据记录的，也可以统计数据表格形式表示， 如：各组动物不同情况下的血液、体液电解质浓度，PC0 2、P0 2 等数据。 2．实验报告的书写要求 在实验报告封页上应写上姓名、学号、年级、班次和实验组别。字迹清楚，工整。按格式要求逐一书写 （1）实验题目：一般将实验题目放在实验报告纸的第一行或第一行正中。（2）实验目的：字数不宜繁多。一般用1～2句话阐明实验所要证实的论点或要研究的内容即可。 （3）实验方法：应注明实验动物名称，麻醉方法。其余实验操作如实验仪器、实验药物或试剂、实验步骤与过程等，可用“按XX章XX实验项下的实验方法进行”等字样表示。 （4）实验结果：根据实验结果真实、完整地以图形、表格或文字方式表示出来。如因操作失误或实验动物发生意外未能完成所需观察的实验结果，应在实验报告中如实说明。 （5）讨论和结论：讨论应结合实验结果进行，宜简明扼要。主要是分析解释所观察到的实验结果和现象，如为预期结果，应结合理论知识进行其作用、作用机制的阐述。如未达预期结果，应找出原因，总结其经验教训。 结论放在实验讨论后，作为结尾完成。结论应以实验结果为依据，在讨论的基础上概括、总结具有代表性的实验结果的论点或推论。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程 实验报告 实验内容: 1. 小鼠的基本实验操作 2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术 3. 豚鼠和兔的一般操作技术 4. 大鼠实验的基本操作 5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立 6. 小鼠无菌取胎术 7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性 实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。 二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄 三、实验步骤 1、抓取和固定 2、性别鉴定 3、编号(染色法
4、去毛(脱毛剂法 5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉 9、解剖: 9.1 生殖系统: 9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明 9.1.2雌性:双角子宫、卵巢 9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺 四、实验结果 1、抓取和固定: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 2、性别鉴定: 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性:距离长,毛发密(和其 他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。 3、编号:
3.1染色法: 3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色 3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始 3.1.3可编1-10号(10号为不编号 3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹 3.3 给药: 3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml 3.3.2 注射给药: 3.3.2.1腹腔注射: 3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针 3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物
小学三年级科学上动物实验报告
时间2013.9.24 实验名称观察蜗牛实验目的知道蜗牛的外形特征 实验器材2-3只蜗牛，1个放大镜，一条树枝我的猜测：蜗牛的身体是硬的，由头，腹，尾巴组成 实 我的实验步骤：1、观察蜗牛是什么样的动物 2、观察蜗牛的运动、身体构造方面的特点 3、用简图画出蜗牛的外形 验 过 程观察到的现象：蜗牛的身体柔软，身体的外面有贝壳。 实验 蜗牛是软体动物，有壳、触角、腹、头、 结论 疑问为什么有的蜗牛没有壳 指导教师评定等级（含日期）2013.9.24
时间2013.10.8 实验名称观察蚯蚓的反应 实验目的蚯蚓是否喜欢生活在潮湿的环境中 实验器材浅盘、长纸盒、湿土、水、干土、蚯蚓 我的猜测：蚯蚓喜欢生活在干土的地方 实 我的实验步骤：1、在浅盘装少量常温下的水，把蚯蚓放在水中，看它的反应 2、纸盒里一边放湿土，一边放干土，把蚯蚓放在中间，观察蚯蚓往哪边爬验 过 程观察到的现象：蚯蚓爬向湿土的那边 实验 蚯蚓喜欢生活在阴暗的环境中 结论 疑问蚯蚓为什么不喜欢在干土中生活 指导教师评定等级（含日期）2013.10.8 实验报告单
时间2013.10.15 实验名称观察蚂蚁实验目的了解蚂蚁的身体结构，了解蚂蚁的生活习性 实验器材面包、白糖、死掉的小昆虫、放大镜、蚂蚁 实 我的猜测：蚂蚁的身体分为三部分 我的实验步骤：1、了解蚂蚁的生活习性 2、观察蚂蚁的身体 验 3、观察蚂蚁的运动和反应，蚂蚁爬行时会分泌一种“信息素” 4、交流发现 过 程观察到的现象：1、蚂蚁有头、胸、腹三部分和六只脚 2、蚂蚁头上长有触角 实验 结论 蚂蚁的身体分为头、胸、腹三部分，头上长有一对触角，胸部长有三对足。疑问蚂蚁头上的触角起什么作用 指导教师评定等级（含日期）2013.10.15 实验报告单 时间2013.10.22 实验名称观察金鱼 实验目的了解金鱼的身体结构，了解金鱼的生活习性
动物实验报告
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间：
实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。