引物

一、引物的合成和纯化

1. 引物是如何合成的？

目前引物合成基本采用固相亚磷酰胺y三酯法。该方法具有高效、快速的偶联以及起始反应物比较稳定的特点。主要是将DNA固定在固相载体上完成DNA链的合成的，合成的方向是由待合成引物的3'端向5'端合成的，相邻的核苷酸通过3'→5'磷酸二酯键连接。

固相亚磷酰胺三酯法合成引物的具体步骤如下：

1) 将预先连接在固相载体CPG上的活性基团被保护的核苷酸与三氯乙酸反应，脱去其5'-羟基的保护基团DMT，获得游离的5'-羟基。

2) 合成DNA的原料，亚磷酰胺保护核苷酸单体，与活化剂四氮唑混合，得到核苷亚磷酸活化中间体，它的3'端被活化，5'-羟基仍然被DMT保护，与溶液中游离的5'-羟基发生缩合反应。

3) 带帽(capping)反应，缩合反应中可能有极少数5'-羟基没有参加反应(少于2%)，用乙酸酐和1-甲基咪唑终止其后继续发生反应，这种短片段可以在纯化时分离掉。

4) 在氧化剂碘的作用下，亚磷酰形式转变为更稳定的磷酸三酯。

经过以上四个步骤，一个脱氧核苷酸被连接到固相载体的核苷酸上。再以三氯乙酸脱去它的5'-羟基上的保护基团DMT，重复以上步骤，直到所有要求合成的碱基被接上去。合成过程中可以观察TCA处理阶段的颜色判定合成效率。

通过氨水高温处理，连接在CPG上的引物被切下来，通过OPC、PAGE等手段纯化引物，成品引物用C18浓缩，脱盐，沉淀。沉淀后的引物用水悬浮，测定OD260定量，根据定单要求分装。

2. DNA合成粗产物中含有什么杂质？

主要是合成反应过程中产生的失败片段以及脱保护基团时产生的铵盐。

3. 引物纯化方式有哪些？

引物常用的纯化方式C18脱盐、OPC纯化、PAGE纯化、HPLC纯化。

纯化方式详细说明

C18柱脱盐又称为简易反相柱，对DNA有特异性吸附，可被有机溶液洗脱，但不会被水洗脱，因此能有效地去除盐分，但不能有效去除比目的片段短的小片段。该方法一般不会对普通PCR反应产生影响。对于需要用于测序、克隆的引物不能使用这个级别。

OPC纯化OPC柱纯化，OPC柱中装有对Dmt具有亲和力的树脂，合成DNA片段时保留5'端最后一个碱基上的Dmt，所有合成产物吸附在OPC柱上以后，用稀的有机溶剂洗柱，带有Dmt的片段吸附能力强，不易被洗脱，不带有Dmt的片段吸附能力弱，被洗脱。然后用三氟乙酸TFA或三氯乙酸TCA脱去Dmt基团，再用浓一点的有机溶剂洗脱DNA。这

种方法的优点是快速，简易，可以有效的去除短片段，纯度高于C18柱脱盐纯化，适用于40 mer以下引物的纯化。

PAGE纯化PAGE纯化法是使用变性聚丙烯酰胺凝胶电泳，对引物DNA进行分离，然后从凝胶中回收目的DNA。PAGE纯化法也是一种非常有效的DNA 纯化方法，纯化后的DNA纯度大于90%，对长链Oligo DNA (大于50 mer)的纯化特别有效。

HPLC纯化HPLC纯化是使用高效液相色谱的原理，对引物DNA进行纯化。该方法用于分离纯化或分析时能达到很高的纯度和灵敏度。在引物DNA的分析和纯化中，常用的有离子交换（ion-exchange）HPLC和反相（reverse-phase）HPLC。reverse phase HPLC：纯度大于90%；ion exchange HPLC：纯度大于95%，可以有效的去除N-1短片段。HPLC纯化主要用于短链和修饰引物的纯化。该法的缺点是成本较高，批量生产效率不高。

4. 引物纯化方式如何选择？

客户可根据实验需要，确定订购引物的纯化方式。

应用引物长度要求纯度级别要求

一般PCR扩增< 45 base DSL > 45 base PAGE

诊断PCR扩增< 40 base OPC, PAGE

DNA测序20 base左右PAGE

亚克隆，点突变等根据实验需要OPC, PAGE, HPLC

基因构建（全基因合成）根据实验需要PAGE

反义核酸根据实验需要PAGE

修饰引物根据实验需要PAGE, HPLC

5. 合成的引物5’端是否有磷酸化？

合成的引物5’端为羟基，没有磷酸基团。如果需要，您可以用多核苷酸激酶进行5'端磷酸化，或者要求我们合成时直接在5'或3'端进行磷酸化，需要另外收费。

6. 最长可以合成多长的引物？

引物越长，出现问题的概率就越大。除非有特殊需要，我们建议合成片段长度不要超过80 mer,按照目前的引物合成效率，80 mer的粗产品，全长引物的百分比不会超过40%，后续处理还会丢失很多，因此最后的产量很低。金斯瑞最长可合成110 base的引物。

7. 为何长链引物的收费要比短链引物要高？

在合成长链引物时，所需要的试剂比短链引物要多，尤其是长度大于90 base的引物。由于成本的增加，从而导致价格较高。

8. 交付引物质量好坏的判断标准是什么？

合成的引物和您的定单序列一致，而不是能否扩增出您所需要的产物。

9. PCR产物经过克隆以后测序发现引物区与合成序列不相符合，怎么办？

多数情况是PCR过程和克隆过程中引入的错误。遇到这种情况，请您

1) 重新挑取克隆测序，会有找到正确克隆的可能

2) 可以要求我们重新免费合成引物。

10. 测序发现引物有突变是怎么回事？

引物合成是一种多步骤的化学反应，每一步的合成效率最高也就是99%，副产品不可以避免。链越长，突变的频率累加起来就越高。在您PCR扩增后克隆测序的时候，为了节约时间和提高成功率，我们有如下建议：

1)请您在检测到阳性克隆后准备2~3个阳性克隆子的菌液，尽量送测2个或以上克隆，这样成功率将大大提高，也节约很多时间；

2)也可以先送测1个克隆，其余两个克隆子的菌液在冰箱4度保存，一旦出现个别点突变或缺失，立即将余下的两个克隆送测；

3）这样得到正确的序列可能性将非常高，并且可以免去重新PCR、连接、克隆以及筛选的一系列实验操作，更省去了很多时间；

如您发现2~3个以上克隆都在引物区存在突变，经确认是由引物的原因引起的话，我们将会立即安排加急免费重合，并以最快的速度送到您的手里。

二、引物的定量、保存和溶解

11. 如何确定需要合成多少OD值的引物？

根据实验目的确定。一般PCR扩增，20个碱基左右引物2 OD，可以做400次50 μl标准PCR反应。如果是做基因拼接或退火后做连接，1 OD就足够了。

12. 如何测定引物的OD值？

合成引物的OD值是这样测定的：用紫外分光光度计，波长260 nm，石英比色杯，光程为1厘米，测定溶液的光密度。测定时溶液的光密度最好稀释到0.2-0.8之间。DNA干粉用一定体积的水充分振荡溶解以后，用1 ml水稀释测OD值。需要根据稀释倍数换算出母液的OD值。例如，验证2 OD引物量是否准确，简单的做法是：加入1 ml水，彻底溶解混匀后，取100 μl, 加入900 μl水，用光径为1 cm的石英比色杯，波长260 nm，此时光吸收的读数为0.2。

13. 如何通过OD值计算引物的浓度？

金斯瑞的合成报告单和引物标签上都会标识OD值与摩尔量。引物保存在高浓度的状况下比较稳定。溶解前您需要核对合成报告单和引物标签上的引物OD值是否一致。如果不一致，请及时和我们联系。我们可以根据生产记录查到实际产量是多少。

根据国际统一标准: 1OD引物干粉约为33微克；引物的摩尔数(μmol) =质量数/ 引物分子量=(OD数×33)/引物分子量

如您拿到1管2 OD的引物, 分子量是6565.3 引物的摩尔数(μmol) =（2×33）/6565.3 ≈0.010μmol=10 nmol

若您需要溶解为10μM (=10pmol/μl)的溶液，只需加入1 ml无菌ddH2O或10 mM pH7.5 TE缓冲液充分溶解即可。

14. 引物（含修饰）的分子量是如何确定的？

南京金斯瑞生物科技有限公司所提供的Oligo分子量均按照精确算法进行计算。

分子量计算公式：MW= A×313.21 + G×329.21 + C×289.18 + T×304.2 +

M×301.2 +R×321.21 + W×308.71 + S×309.2 +Y×296.69 + K×316.71 +

V×310.53 + H×302.2 + D×315.54 + B×307.53 + N×308.95 +16×Ns + 修饰基团分子量- 61.96

公式中Ns为硫代数目，硫代每个位置增加分子量16，其余字母均代表相应碱基的个数。兼并碱基分子量取相应碱基分子量的平均值，如M=A/C=(313.21+289.18)/2 常用的兼并碱基代码：M=A/C R=A/G W=A/T S=G/C Y=C/T K=G/T V=A/G/C H=A/C/T

D=A/G/T B=G/C/T N=A/G/C/T

常规修饰基团分子量

修饰基团分子量修饰基团分子量

5’-Biotin 405.45 3’-TAMARA 623.60

5’-(6 FAM) 537.46 3’-Dabsyl 498.49

5’-HEX 744.13 3’-(6 FAM) 569.46

5’-TET 675.24 3’-Amino Modifier C3 153.07

5’-Cy5 533.63 3’-Amino Modifier C7 209.18

5’-Cy3 507.59 3’-Thiol Modifier C3 154.12

15. 如何保存引物？

引物合成后，经过一系列处理和纯化步骤，旋转干燥而成片状物质。没有溶解的引物非常稳定，-20 ℃下可保存2-3年，甚至更长。溶解后的引物-20 ℃下避免反复冻融，可以保存至少半年以上。如果对实验的重复性要求较高，合成的OD值较大，建议将溶解好的引物事先稀释为100 μmol/L的储存液，分装数份保存于-20 ℃冰箱。使用前，将浓溶液稀释成工作液（10 pmol/ml或20 pmol/ml）后进行实验。修饰荧光引物需要避光保存。

16. 引物在常温下运输，会降解吗？

不会降解，干燥的引物在常温至少可以稳定存放二周以上。而一般的运输时间通常都在1-3天，所以您收到的引物不会降解。

17. 如何溶解引物？

干燥后的引物质地非常疏松，开启瓶盖溶解之前最好在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，或管垂直向上在桌面上轻敲几次，将引物粉末收集到管底，防止开盖时引物散失。根据计算出的体积加入去离子无菌水或10 mM Tris pH 7.5缓冲液，室温放置几分钟，上下混匀振荡，离心将溶液收集到管底。溶解引物用的水一般不要用蒸馏水，因为有些蒸馏水的pH值比较低（pH 4-5），引物在这种条件下不稳定。

我们的合成报告单给出了每管引物稀释为100 μmol/L（即100 pmol/μl）浓度的加水量，您可以根椐您的实验需要加入适量的无核酸酶的双蒸水（PH > 6.0）或TE缓冲液（PH 7.5-8.0）。

18. 已经溶解的引物，为什么原先使用正常，而过一段时间再使用就不好了？

如果您溶解引物的水PH过低或污染了菌或核酸酶，会使引物降解。使用时没有充分解冻混合，液体不均匀也可能会造成引物加入量不准确。建议分装引物，避免反复冻融，并使用10 mM Tris pH 7.5缓冲液溶解引物。还有一种可能性是引物没有问题，而是PCR使用材料特别是模板的质量与先前使用的不完全一致。

三、引物的纯度及使用中的常见问题

19. 如何检测引物的纯度？

实验室常见方法是用PAGE法。使用加有7 M尿素的聚丙烯酰胺凝胶进行电泳，碱基数小于12个的引物用20%的胶，12-60个碱基的引物用16%的胶，大于60个碱基的引物用12%的胶。取0.2-0.5 OD的引物，用尿素饱和液溶解或引物溶液中加入尿素干粉直到饱和，上样前加热变性（95 ℃，2 min）。加入尿素的目的一是变性，二是增加样品比重，容易加样。600 V电压进行电泳，一定时间后（约2-3小时），剥胶，用荧光TLC板在紫外灯下检测带型，在主带之下没有杂带，说明纯度是好的。(有时由于变性不充分，主带之上可能会有条带，乃是引物二级结构条带。)

20. 当引物的OD260/OD280小于1.8时，引物的纯度合格吗？

OD260/OD280的比值不能用来衡量引物的纯度。OD260/OD280的比值过低一般是由于引物中C/T 的含量比较高所致。下表是一个20 mer 同聚体引物的OD260/OD280的比值，清楚表明OD260/OD280的比值与引物的碱基组成密切相关。

碱基组成OD260/OD280

5-AAAAAAAAAAAAAAAAAAAA-3 2.50

5-GGGGGGGGGGGGGGGGGGGG-3 1.85

5-CCCCCCCCCCCCCCCCCCCC-3 1.15

5-TTTTTTTTTTTTTTTTTTTT-3 1.14

5-AAAAAGGGGGTTTTTCCCCC-3 1.66

21. 同样的OD用PAGE检测，EB染色为什么深浅不一？

通常可以用EB染色的方法来判断双链DNA的量(如质粒DNA)，因为EB是通过嵌入到核酸的双螺旋间而使其着色的。而合成的单链DNA，只有通过自身回折形成局部发夹环结构或链间形成部分双螺旋结构,才能被EB染色。由于碱基组成不同，不同引物形成二级结构的可能性不同，EB的染色程度也会有差异，比如Oligo(dT)等不形成二级结构，EB染色效果就非常差。因此不能用EB染色的方法来进行定量，而应用紫外分光光度计检测。

22. 进行PAGE电泳时，长度完全一样的Oligo DNA为什么泳带不在同一位置？

这种情况在Oligo DNA越短时越容易发生，长链Oligo DNA之间差别较小。主要有两个原因：

1) A、G、C、T的组份不同，电泳速度不同；

2) DNA的立体结构不同，电泳速度不同。

23. 能否使用Agarose凝胶电泳分析合成的引物？

对引物进行电泳一定要使用变性PAGE电泳。由于引物是单链DNA，容易形成复杂的立体结构，因此进行Agarose电泳时，容易出现多条泳带或无条带的现象，更无法用Agarose 电泳进行定量了。

24. 有时候干燥后的引物呈黄褐色，这是DNA的本身颜色吗？

合成的引物可能呈黄褐色，白色或者透明色，这与引物的碱基组成和合成的制备过程有关，序列中A和G含量多的以及OD值大的引物通常呈黄褐色，所以呈黄褐色的引物不会对实验产生任何影响。

25. PCR扩增不出来，跟引物有关吗？

基本上不是。当今发展出各色各样的PCR扩增技术，各色各样的高温聚合酶，就是来解决PCR扩增中遇到的扩不出，扩增效率低的问题。如槽式PCR就是扩增那些拷贝数很低的基因片段。有些重复片段、GC含量高的片段扩增，必须采用特殊扩增手段才能扩增出来。

扩增不出，主要是下列两种情况比较常见：

1) RT-PCR。很多基因通过常规RT-PCR方法是很难扩增出来的。RT- PCR成功的关键在于RT反应的RNA质量和目标基因在特定组织和细胞中的含量。

2) 从基因组中扩增。一般情况下，基因在基因组中都是单拷贝，基因组作为模板需要严格控制用量。基因组DNA过高，会影响反应体系中的Mg2+浓度和pH。

26. 合成的引物进行PCR反应时无目的带，怎么办?

PCR反应失败的原因很多，可以从以下几个方面考虑：

1) 引物和模板是否配对，同源性有多大?

2) 引物本身是否有立体结构，或者二条引物之间是否形成高次结构?

3) PCR反应用试剂是否能正常工作?

4) PCR仪是否工作正常?

5) PCR反应条件是否合适?

如果一切正常，还无法解决问题时，我们可以免费重新合成引物一次。

27. PCR扩增有很强的非特异条带，说明引物有污染吗？

不能。我们曾分析过一些非特异条带，测序发现在这些非特异性片段的两头至少可以发现一条引物序列。因此非特异性扩增一般是模板污染（如RNA中污染基因组）或扩增条件不合适所致。

28. 如何将两条互补的单链退火形成双链？

用退火缓冲液（10 mM Tris，pH 7.5-8.0，50 mM NaCl，1 mM EDTA）溶解引物, 将要退火的引物等摩尔数混合，总体积不要超过500 μl，加热到95 ℃ 2 min，然后缓慢冷却至室温（低于30 ℃）即可。退火的产物可以放在4 ℃待用。

29. 引物片段退火后不能连接到载体上是什么问题？

连接反应需要引物的5’磷酸基团。如果需要将合成的引物退火直接连接相应的载体上，引物需要磷酸化。磷酸化的产物如果还不能连接载体上，需要检查载体的酶切效果，需要改善引物退火的条件。siRNA分子具有特殊的对称结构，退火的难度较大，退火时需要提高退火温度。

四、引物的设计及修饰

30. 引物设计的基本原则是什么？

引物设计的下列原则供您参考：

1) 引物最好在模板cDNA的保守区内设计。

2) 引物长度一般在15-30碱基之间。

3) 引物GC含量在40%-60%之间，Tm值最好接近72 ℃。

4) 引物3′端要避开密码子的第3位。

5) 引物3′端不能选择A，最好选择T。

6) 碱基要随机分布。

7) 引物自身及引物之间不应存在互补序列。

8) 引物5′端和中间△G值应该相对较高，而3′端△G值较低。

9) 引物的5′端可以修饰，而3′端不可修饰。

10) 扩增产物的单链不能形成二级结构。

11) 引物应具有特异性。

31. 常用引物设计软件有哪些？

常用的软件有Oligo 6和Primer Premier 5.0。引物设计软件是根据引物设计的指导意见设计而成。其实，PCR 扩增的成败最关键的是反应模板的制备和反应条件的控制。引物设计软件的缺点是，有时判断为该基因没有一段区域满足标准引物的要求。

金斯瑞为您提供以下引物设计相关软件：

?

引物计算工具 ?

引物设计工具 ?

测序引物设计软件 ? Real-time PCR 引物设计软件

32. 文献上找到的引物和探针序列能否直接使用？

通常国外的文献可信度比较高，可直接使用；但为了保险起见，最好用blast 对引物探针的序列进行必要的验证；或者再进一步用引物设计软件对引物探针的二级结构和退火温度进行分析，这样更有利于您对整个实验的把握。

33. 如何计算引物的Tm 值？

Tm 值的概念：

DNA 熔解温度，指把DNA 的双螺旋结构降解一半时的温度，亦即DNA 变性过程中，紫外吸收值达到最大值的50%时的温度称为 DNA 的解链温度(Tm)。

南京金斯瑞采用以下方法计算Tm 值：

长度为20 mer 及以下的引物，Tm 计算公式为： Tm = 4℃(G + C)+ 2℃(A + T)。但这个公式只适用于14~20个碱基的引物，引物的TM 值还与引物长度、碱基组成、引物使用缓冲溶液的离子强度等有关。

对于更长的寡聚核苷酸，Tm 计算公式为： Tm = 0.41(% of GC) – 675/L + 81.5 注：L ：引物碱基数；% of GC ：引物GC 含量；% of GC = GC 个数/引物总碱基数

34. 常见的引物修饰的有哪些?

修饰 说明

磷酸化（Phosphorylation ） 5'磷酸化可用于接头、克隆和基因构建以及连接酶催化的连接反应。3'磷酸化可抗3'外切酶消化的相关实验中，也用于阻止DNA 聚合酶催化的DNA 链延伸反应。

生物素（Biotin ） 引物生物素标记，可用于非放射性免疫分析来检测蛋白质、胞内化学染色、细胞分离、核酸分离、杂交检测特异性的DNA/RNA

序列、离子通道构象变化等。

地高新（Digoxigenin ） 地高新经由一个11个原子的间臂连接到脲嘧啶的C5位置，杂交

的地高新探针可以由抗地高新抗体来检测。地高新标记的探针可

用于各种杂交反应，如DNA-DNA 杂交（Southern blotting ）、

DNA-RNA 杂交（Northern blotting ）、斑点杂交（Dot blotting ）、

克隆杂交、原位杂交以及酶联免疫分析（ELISA ）。

内部氨基修饰 主要用C6-dT aminolinker 来加到胸腺嘧啶残基上来进行内部修饰。修饰后氨基与主链相距10个原子距离，可用于进一步的标

记和酶连接（如碱性磷酸酶），目前提供内部氨基修饰介导的

dT-Dabcyl 、dT-Biotin 和dT-Digoxingenin 修饰。

5'氨基修饰 可用于制备功能化的寡核苷酸，广泛应用在DNA 芯片（DNA

Microarray ）和多重标记诊断系统。目前提供5' C6 氨基修饰和

5' C12氨基修饰两种，前者可用于连接一些即便靠近寡核苷酸也

不会影响其功能的化合物，后者用于亲和纯化基团的连接和一些

荧光标记，尤其是当荧光可能会因标记太靠近DNA 链而被淬灭

时。

3'氨基修饰 目前提供3' C6 氨基修饰。它可用于设计新的诊断探针和反义核

苷酸，例如5'端可用高度敏感的32P 或荧光素标记的同时3'可用

氨基修饰以进行其他的连接。此外，3'修饰可以抑制3'外切酶酶

解，从而可用于反义实验。

巯基（Thiol ） 5'-巯基在很多方面与氨基修饰类似。巯基可用于加附各种修饰如

荧光标记物和生物素。例如可以在碘乙酸和马来酰亚胺衍生物存

在下来制作巯基连接的荧光探针。5'的巯基修饰主要用5'巯基修

饰单体（5'-Thiol-Modifier C6-CE Phosphoramidite 或

Thiol-Modifier C6 S-S CE Phosphoramidite ）。用

5'-Thiol-Modifier C6-CE 单体修饰后必须进行硝酸银氧化以去

除保护基（trityl ），而Thiol-Modifier C6 S-S CE 单体修饰后

须用DTT 将二硫键还原成巯基。

间臂（Spacer ）

Spacer 可为寡核苷酸标记提供必要的间隔以减少标记基团与寡

核苷酸间的相互作用，主要应用于DNA 发夹结构和双链结构研

究。C3 spacer 主要用于模仿核糖的3'和5'羟基间的三碳间隔，

或“替代”一个序列中未知的碱基。3'-Spacer C3用于引进一个

3'间臂从而阻止3'端外切酶和3'端聚合酶发挥作用。 Spacer 18

常用于引进一个强疏水基团。 硫代（Phosphorthioate ） 硫代修饰的寡核苷酸主要用于反义实验中防止被核酸酶降解。您

可以选择全硫代，但随着硫代碱基的增加，寡核苷酸的Tm 值会降低，为了降低这种这种影响，可以对引物两端2-5个碱基进行

硫代修饰，通常可以选择5'和3'各3个碱基进行硫代修饰。

脱氧脲嘧啶（DeoxyUridine ，dU ） 脱氧脲嘧啶可以插进寡核苷酸来增加双链的熔点温度从而增长双链的稳定性。每个脱氧胸腺嘧啶被脱氧脲嘧啶替代可以增长双链熔点温度1.7 ℃。

脱氧次黄嘌呤（deoxyInosine ，dI ） 脱氧次黄嘌呤是一个自然存在的碱基，虽然不是真正意义上的通

用碱基，但当与其它碱基结合时，会比其它碱基错配相对更稳定。脱氧次黄嘌呤与其它碱基的结合能力为dI:dC > dI:dA > dI:dG > dI:dT. 在DNA 聚合酶的催化下，脱氧次黄嘌呤首选与

dC 结合。

35. 为什么修饰引物的产量要比一般引物低，价格要高?

主要因为是修饰单体稳定性较差，偶联时间长，效率低，最后得到的产量自然低于一般的引物。修饰引物通常需要PAGE或HPLC纯化，纯化过程损失大。修饰引物使用的原料是一般引物原料的几百倍，所以产品的价格自然高。

36. 合成的荧光标记探针应如何保存?

荧光探针保存方法如下：

1) 荧光探针必须避光保存。

2) 干品可于-80℃保存一年以上,如无条件，请于-20℃保存。

3) 强烈建议用RNase-free的TE (pH 8.0) buffer溶解探针，这样得到的探针溶液更稳定，保存时间更长。通常，将探针配制成100 pmol/μl的储备液，分装成几份(每份最多反复冻融5次)，于-20 ℃保存。使用前，将配制好的储备液稀释成工作液(10 pmol/μl 或20 pmol/μl)，剩余部分于-20 ℃保存。

37. 常见的荧光染料有哪些？

荧光染料参数

缩写全名吸收波长发射波长颜色

6-FAM 6-carboxy-fluorescein 494 nm 518 nm Green TET 5-tetrachloro-fluorescein 521 nm 538 nm Orange HEX 5-hexachloro-fluorescein 535 nm 553 nm Pink TAMRA tetramethyl-6-carboxyrhodamine 560 nm 582 nm Rose ROX 6-carboxy-x-rhodamine 587 nm 607 nm Red

Cy3 Indodicarbocyanine 552 nm 570 nm Red

Cy5 Indodicarbocyanine 643 nm 667 nm Violet

38. 5-FAM、6-FAM、FITC标记之间有何区别?

5-FAM、6-FAM、FITC标记都是荧光素标记(Fluorescein)，5-FAM与6-FAM互为异构体；而FITC则在与Oligo的连接方式上(硫脲键) 有别于前两者(酰胺键)，但它们的发色团均为荧光素，通常使用中没有区别。

39. 淬灭基团为TAMRA、Eclipse或BHQ系列染料的双标记荧光探针在使用上有什么不同?

由淬灭基团TAMRA、Eclipse或BHQ系列染料组成的双标记荧光探针常常被用作水解探针(Hydrolysis Probes)，或称TaqMan探针，用于实时荧光定量PCR实验。

1) TAMRA为荧光染料，在淬灭报告基团的同时，会在更高波长处发射荧光。而Eclipse 及BHQ系列为非荧光染料，淬灭报告基团时，自身不发射荧光，探针荧光本底比TAMRA 低，检测灵敏度更高。

2) TAMRA的吸收光谱覆盖范围窄，可与之匹配的报告基团种类比较少；而Eclipse则具有更宽的吸收范围(390 nm-625 nm)，可淬灭的报告基团种类很多，如FAM、HEX、TAMRA、ROX等均可；组合使用的BHQ系列染料的吸收光谱覆盖范围则更广，从430 nm

一直到近红外，可淬灭的报告基团种类更多，包括Cy3、Cy5等。因此可由Eclipse或BHQ 系列染料组成一套双标记荧光探针用于多重PCR。

40. TaqMan 探针设计的基本原则是什么？

下列原则可供您参考：

1) TaqMan 探针位置尽可能靠近扩增引物（扩增产物50-150 bp），但不能与引物重叠。

2) 长度一般为18-40 mer 。

3) G-C含量控制在40-80%左右。

4) 避免连续相同碱基的出现，特别是要避免GGGG或更多G出现。

5) 在引物的5’端避免使用G。

6) 选用比较多的碱基C。

7) 退火温度Tm控制在68-70 ℃左右。