小鼠胚胎成纤维细胞的分离与培养

小鼠胚胎成纤维细胞的分离与培养

张怡1赵连三1A汪成孝2雷秉钧1

1.四川大学华西医院传染科(成都610041);

2.四川大学华西基础医学与法医学院免疫学教研室

摘要目的探讨影响小鼠胚胎成纤维细胞(MEF)分离和培养的一些因素,以建立稳定的MEF培养体系O 方法取BALB/c小鼠胚胎分离成纤维细胞,利用体外培养体系,对MEF的生长形态~生长曲线及细胞周期进行观察,并对不同胚胎日龄以及不同胰酶作用时间对MEF分离及培养的影响进行研究O结果13.5d胎龄鼠胚的MEF 分离效果优于10.5d~18.5d胎龄鼠胚;MEF在体外为贴壁生长型细胞,第三代细胞增殖旺盛;在室温条件下,0. 25%胰酶消化MEF时间以3~5min为宜O结论MEF在第3代增殖旺盛,最适宜作胚胎干细胞的饲养层O 关键词小鼠胚胎成纤维细胞胚胎干细胞饲养层

中图分类号R329.2

Isolation and Culture of Mouse Embryonic Fibroblast Zhong Yi,Zhoo Lionson,Wong Chengxioo,Lei Bingjun.The lnfectzo~s dzseases department,West chzna Hospztal,S zch~an U nz U erszt y,Che n g d u610041,Ch in a

A bstract O b j ecti V e TO establ i sh a stable c ulture syste m Of m Ouse e m bryO nic f i brOblast(MEF).Met h ods We i sOlate d MEF frO m the e m bryOs Of BALB/c m Ouse a nd in vest i gate d the m OrphOlOgy,grOWth c urve a nd c ell c y c le Of MEF zn U ztro.The effe c ts Of the gestat i O n al age(d ays)Of m Ouse e m bryOs a nd the t im e Of di gest i O n O n the i sOlat i O n a nd c ulture Of MEF Were assesse d.R esults The m Ouse e m bryO Of13.5d i s better tha n that Of10.5d a nd18.5d O n the i sOlat i O n Of MEF.MEF zn U ztro i s a k ind Of a d here n t c ell W i th gOO d ab i l i ty fOr prOl i ferat i O n in passage3.I n rOO m te m perature,the di gest i ve t im e Of0.25%tryps in shOul d be3-5min.Conclusion MEF s(P3) are gu i te su i te d tO be a fee d er layer Of e m bryO nic ste m c ells.

K ey w ords M Ouse e m bryO nic f i brOblast Em bryO nic ste m c ells F ee d er layer

胚胎干细胞(e m bryO nic ste m c ells,E S细胞)是指来源于着床前囊胚内细胞团或早期胎儿原始生殖细胞的一类未分化的全能性细胞,具有无限增殖和全能分化的潜力[1,2]O但是,E S细胞在体外极易分化,必须在培养基中加入分化抑制因子或将其培养在能分泌分化抑制因子的饲养单层细胞上O而单独应用分化抑制因子效果不甚理想,因此,选用状况良好的饲养层细胞至关重要O目前,常用的饲养层细胞有小鼠胚胎成纤维细胞(m Ouse e m bryO nic f i brOblast,MEF)和STO细胞(SI M小鼠成纤维细胞的耐硫代鸟嘌呤和耐鸟苯苷亚系)[3]O前者由于取材容易,价格低廉,且分泌效果优于后者,故得到广泛使用O本研究对影响MEF分离和培养的一些因素和方法进行探索,旨在建立稳定的MEF培养体系O

1材料与方法

1.1材料

D MEM(低糖)及胎牛血清(FB S)均为GI B CO

A通讯作者公司产品O胰蛋白酶SIG MA公司产品O BALB/c小鼠,6~8周龄,四川大学华西校区实验动物中心提供O胚胎取自妊娠10.5d~18.5d的BALB/c孕鼠O流式细胞仪FA CSCa n,美国B-D公司O

1.2方法

1.2.1原代MEF的制备将性成熟雌鼠(6~8周龄)与雄鼠(8周龄)按21比例合笼,每天早上观察雌鼠阴道口,有乳白色或淡黄色胶冻状物(阴道栓)者即认定为怀孕0.5d O取妊娠10.5~18.5d的孕鼠,按薛庆善[4]的方法制备上清液O重复其消化过程,直至上清澄清为止O合并各次上清,1000r/min 离心5min,弃上清,以完全培养液吹吸悬浮沉淀成单细胞悬液,加入25cm2培养瓶,3,5%CO

2

培养O

1.2.2继代MEF培养原代MEF生长铺满培养瓶后消化传代,消化液为0.25%胰酶,在显微镜下观察消化过程,见细胞变圆后立即以完全培养液(含10%FB S~100U/m l青霉素和100Mg/m l链霉素的

D MEM低糖培养液)终止消化O

1.2.细胞的冻存与复苏冻存液为1份D M SO 与9份完全培养液混合,冻存与复苏按常规进行[5]O

四川大学学报(医学版)

J S ic h uan U ni V(Med S ci Edi)

2 ;(2)~6

1.2.4细胞生长曲线测定[5]取MEF第三代(P3)细胞接种至24孔板每日取3孔计数连续计数7d取每日均值作图即为细胞生长曲线O

1.2.5细胞分裂指数测定[5]将MEF(P3)培养于盖玻片上每日取一块进行固定~染色直至第7d 镜下观察分裂相并计数O

1.2.6细胞周期测定消化培养至第3d的MEF (P3)收集制成单细胞悬液PBS洗涤2次调整细胞浓度为l>l06/ml O取l00#l细胞悬液与400#l DNA荧光染料混匀室温孵育30min流式细胞仪上机检测O细胞周期增殖指数(proliferation index PI)[6 7]按下式计算,

PI(%)=

S-G2M

G l-S-G2M

>l00%

2结果

2.1生长形态观察

MEF在体外为贴壁生长型细胞大小不均异质性较大原代培养约l2h开始贴壁胞质向外伸出伪足而形成梭形~多边形或不规则异形等形状中间有卵圆形核随着培养时间的延长(>l0d)可见细胞卷层现象O原代MEF中杂细胞较多传两代后

(P3)细胞才较纯第五代(P5)以后可见细胞伪足增多并有分叉细胞内颗粒增多细胞之间空隙较大O

2.2不同日龄胚胎分离MEF的结果

l0.5d~l3.5d~l8.5d龄小鼠胚胎均可分离得到成纤维细胞但l0.5d鼠胚太小不利操作分离所得细胞数量少;l8.5d鼠胚有骨细胞的混杂分离所得成纤维细胞中杂细胞较多且易老化;l3.5d 胎鼠分离所得细胞数量多杂细胞较l8.5d胎鼠少细胞增殖能力强O

2.3胰酶消化时间

室温条件下对MEF进行消化结果发现

MEF在胰酶作用3min时出现伪足收缩~细胞变圆但不浮起消化时间在3~5min对继代培养无影响不过若消化时间>5min细胞大部分浮起且继代培养中附着细胞数减少O

2.4细胞生长曲线及细胞分裂指数(mitotic index MI)

由图l可见MEF(P3)在培养至第3d时进入对数生长期细胞快速增加至6d时细胞数达高峰未经明显的平台期便进入衰退期细胞数量下降可见有细胞漂浮O而MI最高值(培养第2d)在进入对数生长期前出现并在培养第2~4d时维持于一个较高的水平随后便下降至初始水平O

图1MEF(P3)的生长曲线与细胞分裂指数

Fig1Growth curves and MI of MEF(P3)

MI,Mitotic index

2.5细胞周期测定与增殖指数(PI)

细胞周期测定结果见图2O MEF(P3)的PI为53.03 细胞活跃增殖O

图2MEF(P3)的细胞周期

Fig2The cell cycle of MEF(P3)

3讨论

MEF的培养液中有能够抑制ES细胞自主分化的因子白血病抑制因子(leukemia inhibitory

factor LIF)和促ES细胞增殖的因子成纤维细胞生长因子(fibroblast gro W th factor FGF)故能有效地在体外促进ES细胞增殖并维持未分化状态O但MEF生命期有限只有在P3至P5 MEF的生长和分泌功能才保持旺盛且杂细胞也较少此外冻存也会影响其分泌功能因此为了满足ES的培养需要必须不断制备MEF O虽然S T O细胞在体外可长期传代但是其分泌效果不如MEF而且尚克刚等[8]在比较MEF和S T O细胞饲养层分离小鼠ES细胞的效果时发现S T O饲养层细胞分离的ES 细胞核型异常率高O因此建立稳定的MEF培养体系就十分重要O

胚胎日龄对MEF的分离有一定的影响有学者[g]认为用于分离MEF的小鼠胚胎日龄应在

543

J Sichuan U ni V(Med Sci Edi)V ol.34No

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.2

2003

12~16d之间O我们比较研究了10.5d~13.5d~18. 5d龄小鼠胚胎的分离效果发现从13.5d龄小鼠胚胎的分离效果优于10.5d与18.5d龄小鼠胚胎O 在用胰酶消化组织细胞时既要离散细胞又要防止胰酶对细胞的损害减少细胞因消化过度而死亡O由于各实验室条件不同用消化液作用时间也不同O本研究结果显示在室温条件下MEF可耐受0.25 胰酶3~5min O为避免细胞受损最可靠的方法是在显微镜下进行消化不时观察见细胞离散~呈球形便及时终止消化过程O

本研究通过对MEF(P3)生长状况的观察发现MI值早于PI值达到最高值出现于对数生长期之前提示MI值可早期反映细胞的增殖情况O 综上所述MEF(P3)增殖旺盛最适宜作ES细胞培养的饲养层但仍需对其分泌能力作进一步的研究O

参考文献

1Thomson JA Itskovitz-Eldor J Shapiro SS et al.Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts.Science1998;

282(5391):11452Shamblott MJ Axelman J Wang SP et al.Division of pluripotent stem cells from cultured human primordial germ cells Proc Natl Acad Sci USA1998;95(23):13726

3Evans MJ Kaufman M~.Establishment in culture of pluripotent cells from mouse embryos.Nature1981;292 (5819):156

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5鄂征.组织培养和分子生物学技术.第2版.北京:北京出版社1997:155

6Lippman M Bolan G~uff K et al.The effects of estrogens and antiestrogens on hormone-responsive human breast cancer in longterm tissue culture.Cancer res1976;36(12):4595

7Mark L Graham II Paul A et al.Simultaneous measurement of progesterone receptors and DNA indices by flow cytometry: Characterization of an assay in breast cancer cell lines.Cancer res1989;49(15):3934

8尚克刚.饲养层对维持新建ES细胞系的影响.北京大学学报(自然科学版)1994;30(4):500

9安立龙杨奇冯秀亮等.牛类胚胎干细胞的分离与克隆.中国农业科学2001;34(5):550

(2002-07-15收稿2002-11-12修回)

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编辑汤洁

(上接第282页)

量24h131I摄取率的比较无显著性差异(P>0 05)说明诊断剂量131I摄取率可以完全反映治疗剂量131I 摄取率O同时我们也可以看到治疗剂量24h131I摄取率与诊断剂量6h131I摄取率比较有差异(P

0 05)说明6h131I摄取率不能完全反映甲状腺的131I摄取功能在计算给药剂量时应该采用

24h131I摄取率O这一点与余明德 4 博士的动物实验结果一致当然我们不可能取出患者的甲状腺组织进行放射性测定但采用r I法可基本代表体内甲状腺131I摄取率O

通过治疗前后甲状腺131I摄取率的比较我们认为诊断剂量的24h131I摄取率可完全反映治疗剂量的131I在甲状腺内的最佳吸收状况说明131I在甲状腺内吸收达到高峰后两种剂量在甲状腺的摄取是一致的这与国外学者4~6 的研究是一致的O因此在计算治疗给药剂量时应采用24h131I摄取率进行计算以达到最佳治疗目的O甲状腺功能仪测定的24h131I摄取率可完全反映治疗剂量131I摄取率O当然对于个别131I摄取率高峰提前的患者则应按高峰值计算并提高给药剂量及时随访O

参考文献

1Catargi B Leprat F Guyot M et al.ptimized radioiodine therapy of Graves disease:analysis of the delivered dose and other possible factors affecting outcome.Eur J Endocrinol 1999;141(2):117

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(2002-06-10收稿2002-11-13修回)

编辑汤洁

643四川大学学报(医学版)2003年第34卷第2期

以人皮肤成纤维细胞作为饲养层细胞培养人胚胎干细胞_杨俊林

·基础研究· 以人皮肤成纤维细胞作为饲养层细胞培养人胚胎干细胞* 杨俊林 刘雄昊喻姣玲冯劢谭杨李卓吴 奔 高 庭 潘 盛 邬玲仟梁德生夏家辉 （中南大学医学遗传学国家重点实验室湖南长沙410078） 摘要目的：比较人皮肤成纤维细胞（human dermal fibroblasts,HDFs ）与小鼠胚胎成纤维细胞(Mouse embryonic fibroblasts,MEFs)的增殖能力及研究人皮肤成纤维细胞作为饲养层支持人胚胎干细胞（human embryonic stem cells,hESCs ）未分化生长的能力。方法：利用组织贴壁法从人皮肤中分离出HDFs ，通过细胞形态的观察和生长曲线的绘制比较HDFs 与MEFs 的体外增殖能力。将HDFs 作为饲养层细胞与hESCs 共培养，传代12代后，检测hESCs 碱性磷酸酶(AKP)、表面特异性标志及胚胎干细胞特异性转录因子。结果：HDFs 可连续传代培养15代以上，10代以下的HDFs 增殖迅速，而MEFs 自第4代起，增殖能力就明显下降；hESCs 在HDFs 饲养层上可传代培养12代以上，克隆边界清晰，细胞排列紧密，碱性磷酸酶、表面标志物检测均呈阳性，表达了hESCs 特异性转录因子。结论： HDFs 比MEFs 具有更强的增殖能力；HDFs 可作为培养hESCs 的饲养层细胞。关键词：人胚胎干细胞；人皮肤成纤维细胞；饲养层细胞中图分类号： R329.2文献标识码：A 文章编号：1673-6273（2009） 16-3001-05Culture of human embryonic cells by using human dermal fibroblasts as feeder cells* YANG Jun-lin,LIU Xiong-hao,YU Jiao-ling,FENG Mai,TAN Yang,LI Zhuo,WU Ben,GAO Ting, PAN Sheng,WU Ling-qian,LIANG De-sheng,XIA Jia-hui （State Key Laboratory of Medical Genetics,Central South University,Changsha,410078，China ） ABSTRACT Objective:To compare the proliferative potential of human dermal fibroblasts(HDFs)and mouse embryonic fibroblasts (MEFs),and to explore the feasibility for HDFs as feeder cells to support the growth of human embryonic cells (hESCs).Methods:HDFs were obtained from human skin by using the method of tissue-adherence.The proliferative capacities of HDFs and MEFs were compared by cell morphology and growth curve.HDFs were used as feeder cells to culture hESCs.After growing on HDFs for 12passages,the hESCs were tested for the expressions of alkaline phosphatase (AKP),the cell surface markers and cell-specific transcription factor of hESCs.Results:HDFs could be subcultured for more than 15passages,and retained strong proliferative potential before 10passages,while it decreased obviously in MEFs after subcultured for 4passages.The hESCs can passaged on HDFs feeder cells for 12passages with tightly packed cells and clear boundaries of clone,showing the positive results of alkaline phosphatase (AKP)and the cell surface markers and the expression of hESCs-specific transcription factor.Conclusion:HDFs showed a stronger proliferation ability than MEFs;HDFs can support the growth of hESCs. Key words:Human embryonic stem cells;Human dermal fibroblasts;Feeder cells Chinese Library Classification:R329.2Document code:A Article ID:1673-6273（2009） 16-3001-05*基金项目：国家重点基础研究发展计划（2004CB518800），国家高技术研究发展计划（2007AA021002和2007AA021206）和国家自然科学基金（30700458和30971298） 作者简介：杨俊林（1977-），男，博士研究生，主要研究方向：基因治疗与干细胞生物学，E-mail ：yangjunlin@https://www.wendangku.net/doc/278444792.html, 刘雄昊（1975-），男，博士，助理研究员，主要研究方向：基因治疗与干细胞生物学，E-mail ：liuxionghao@https://www.wendangku.net/doc/278444792.html, 杨俊林、刘雄昊为并列第一作者 △通讯作者：梁德生，E-mail ：liangdesheng@https://www.wendangku.net/doc/278444792.html, （收稿日期：2009-07-06接受日期：2009-07-30） 前言 自1998年Thomson [1]等人建立第一株人胚胎干细胞（hu-man embryonic stem cells,hESCs ）细胞系以来，hESCs 迅速成为人干细胞领域的研究热点。 hESCs 是具有自我更新和多向分化潜能的多能干细胞，可以定向分化成不同的细胞、组织，这使得hESCs 在细胞治疗以及再生医学方面具有巨大的潜力。目前大 多数的人胚胎干细胞系是以小鼠胚胎成纤维细胞(Mouse em-bryonic fibroblasts,MEFs)作为饲养层细胞维持其生长和未分化状态的， MEF 细胞通过与hESC 直接接触及分泌多种因子维持人胚胎干细胞未分化状态。而鼠源性的饲养层细胞很可能给hESCs 带来动物源性的病原体或生物活性分子的污染，严重阻碍hESCs 的临床应用。早期就在鼠的细胞发现Hantaan 病毒、淋巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒（LCMV ）、呼肠病毒-3[2]，这些病

小鼠胚胎干细胞培养

以下培养针对于小鼠的R1胚胎干细胞系，其它胚胎干细胞的培养可以参考。不过人的胚胎干细胞培养不可以采用下面的protocol，需要用专用的protocol和培养基。 一般培养－－维持ES细胞处于未分化状态 ES细胞培养用含有LIF（白血病抑制因子）和Feed细胞的培养基（高糖）来阻止细胞的分化。为细胞提供包被有0.1％明胶的平板作为粘附细胞的基质。建议每2－3天从达到80％－90％融合的平板按1：8的比率传代细胞一次，细胞传代以后，在将细胞接种在0.1％明胶包被的培养皿之前，通过预先将细胞接种在没有经过包被的组织培养板2个小时，使分化细胞粘附，从而将分化和未分化细胞分开。将细胞全程置于37℃，5％CO2，100％湿度条件下培养。如果在Feed细胞，那么就需要采用MMC进行处理，抑制Feed细胞增殖，但仍然能保持其分泌LIF因子的活性。下文中暂不提及Feed细胞。Feed细胞可以来源于STO细胞或原代胚胎成纤维细胞。 培养基 ES: 配制一20×不含DMEM，HS，LIF的溶液（该溶液也能用于EB培养基－－见下文）。分装在50ml 离心管中，（稀释为2×，每管42ml），贮存在-20℃。通过将21ml该溶液，HS和LIF加入450ml DMEM中制备培养基，0.22 μm滤膜过滤。贮存于4℃，时间不要超过2周。 贮存液 DMEM（高糖） 马血清（HS） L-谷氨酰胺（200mM） MEM NEAA（10mM） HEPES（1M） β-巯基乙醇（55Mm） PEST LIF 复苏细胞 细胞被冻存在10％二甲基亚砜（DMSO）中防止结晶的形成，结晶的形成会损害细胞。然而，二甲基亚砜对细胞有毒性，快速的进行细胞复苏是很重要的。 步骤： 1．从液氮中取出一管细胞； 2．将冻存管置于37℃水浴中2分钟（或放到管内溶液恰好完全溶解）； 3．将细胞转移到一15ml Falcon管中； 4．加入5ml ES培养基（用培养基冲洗冻存管）； 5．离心3分钟； 6．弃上清，用2ml ES培养基重悬细胞，至少吹打10次； 7．接种在明胶包被（见下文）的6孔或6cm组织培养皿； 8．孵育。 冻存细胞 冻存液

猪胎儿成纤维细胞制作方法的改进及应用2002

一，酶消化法制备猪胎儿成纤维细胞 猪胎儿成纤维细胞制作方法的改进及应用2002 1. 3. 1剪切猪妊娠35 d，剖腹手术取出子宫，用75% 的酒精浸泡消毒，无菌取出胎儿，用含双抗的PBS ( 137mmol /L NaCl 2. 7 mmol /L KCl 10 mmol /L Na2HPO4 2 mmol /L KH2 PO4 1 mmol /L CaCl20. 5mmol /L MgCl2 ) 漂洗2 遍，放入含双抗的PBS 中，分离2 个胎儿,放于塑料平皿中, 用无Ca 2+、Mg2+，含有双抗的PBS 缓冲液洗涤3 次, 洗至无色, 备用。将洗涤好的胎儿转移到另一平皿中,用无菌剪子剪掉头,四肢, 尾,去掉内脏, 继续用无Ca2+、Mg2+- PBS 缓冲液洗涤数次, 洗至无色, 将剩余的部分放入到100mm 的平皿中，然后用剪子将胚胎剪切成2～3 mm 小块, 将碎块转移到50ml离心管中。 1. 3. 2消化向放有组织块的离心管中加入二分之一离心管体积的0.25% Trypsin-0.04%EDTA 消化液（胰蛋白酶常用浓度为0.25%，PH为8.0。也有用胶原酶的，因为此酶消化温和，但是价格高，如果用胶原酶则为胶原酶+DMEM+Antibiotic-antimycotic，小鼠多用10ml离心管，因此加入胰酶消化液5ml即可）然后在室温下轻轻吹打组织块(或者，在37℃水浴摇床内消化)。室温消化15～20 min 左右（如果在37摄氏度最好在5min 内消化完）。可以边消化边吹打组织块, 也可以每隔5 min 吹打一次。消化结束后, 加入等体积的终止液10% 胎牛血清的DMEM 培养液(即吸出来细胞上层液如果多则放于到5ml 离心管中，如果少则放于1.5ml离心管中）,并轻轻吹打。 1. 3. 3离心、接种和培养800 r·min 离心5 min, 弃上清液, 然后加入5ml（或1ml) 的含20%胎牛血清的低糖DMEM 培养液培养基, 轻轻吹打重新悬浮细胞, 按常规方法进行细胞计数（1ml离心沉淀的细胞数=5个中方格中细胞个数X 5 X10 X1000 X稀释倍数，此时的计算值为体细胞的密度即个/ml. 大约徘徊在1-3 x 106个/ml）。以2×105个细胞/ mL(此值因为离心后又加入5ml,即稀释倍数为5.）的浓度接种于25 mL 预先2小时涂有0.1%明胶（来源：猪胎儿成纤维细胞建系影响因素与脂质体介导转染法的研究）的培养瓶中(根据具体情况加入4-5ml培养基，但是加入的培养基要求细胞的最终浓度为2 ×105个/ml)(或者转入到10mm平皿中，在38.5℃，5%CO2和饱和湿度培养）于39℃、5%CO2、95%空气、饱和湿度的培养箱中培养。12小时候观察细胞贴壁生长状况，（原代培养24 h 后，可见细胞贴壁生长，来源：借助慢病毒将EGFP 基因导入西藏小型猪胎儿成纤维细胞）一般在第二天换液，随后隔天换液，逐天观察，待细胞将80%-90%培养瓶铺满后即形成细胞单层，开始进行传代。一般消化1 个猪胎儿获得的细胞可接种 2 个50 ml的培养瓶。 如下图为传代培养第一代的西藏小型猪胎儿成纤维细胞图：

小鼠胚胎干细胞mES小鼠iPS培养Protocol

小鼠胚胎干细胞（mES细胞）、小鼠iPS细胞培养Protocol MEF细胞铺制： 1. 在T25培养瓶中加入0.2%明胶，摇匀后覆盖底面即可，于37℃细胞培养箱至 少放置15 min以上。 2. 吸除0.2%明胶，加入事先水浴加热至37℃的MEF完全培养液。一般地，一 个T25培养瓶中加入5 ml MEF完全培养液。 3. 按实验需要：小鼠胚胎干细胞使用KM-r P3 MEF或CF-1 P3 MEF；小鼠iPS 使用ICR-r P3 MEF，复苏MEF细胞若干支。将冻存管从液氮中取出，置于37℃水浴中使之迅速融解，取出后拿到超净台内用75%酒精擦拭冻存管旋口处及外壁，防止污染。 4. 将冻存管内细胞悬液转移至含2 ml MEF完全培养液的15 ml离心管内，以 1000 rpm，离心5 min，离心后将上清液吸除，另加入新鲜的MEF完全培养液1 ml，重悬后按照一个T25培养瓶铺1?106的MEF细胞，平均加入到T25培养瓶中，轻轻摇匀后置于37℃细胞培养箱。24 h以后可以传入小鼠胚胎干细胞或小鼠iPS细胞。 5. 复苏或传代小鼠胚胎干细胞或小鼠iPS细胞前，将T25培养瓶中的MEF完全 培养液吸除，加入2 ml小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞完全培养液轻轻冲洗一遍后吸除，加入新鲜的小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞完全培养液待用。 复苏： 1. 将小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞冻存管从液氮中取出，置于37℃水浴中使 之迅速融解，取出后拿到超净台内用75%酒精擦拭冻存管旋口处及外壁，防止污染。 2. 将冻存管内细胞悬液转移至含3-4 ml小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞完全培 养液的15 ml离心管内，以1000 rpm，离心5 min。 3. 离心后将上清液吸除，另加入新鲜的小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞完全培 养液2 ml，吹打悬浮。 4. 重复吹打，制成单细胞悬液，尽量避免气泡。 5. 转移至1个已经铺好MEF细胞的T25培养瓶中培养。 6. 每天更换小鼠胚胎干细胞、小鼠iPS细胞完全培养液。 传代： 1.一般在复苏后第2-3天传代，视克隆大小和密度而定。 2.吸除废液。 3.用PBS（不含钙镁离子）轻轻冲洗一遍。

小鼠胚胎成纤维细胞MEF培养相关知识总结

小鼠胚胎成纤维细胞MEF培养相关知识总结 2009-08-19 18:39:07 来源:未知【大中小】评论: 条 摘要：小鼠胚胎成纤维细胞的富集1、给13-14天的孕鼠注射大约0.5ml阿佛 小鼠胚胎成纤维细胞的富集 1、给13-14天的孕鼠注射大约0.5ml阿佛丁。当鼠麻醉后，实施断颈法处死小鼠。 2、用70％乙醇擦拭腹部，把皮肤向后拉，暴露出腹膜。用消毒过的工具，剪开腹壁以暴露出子宫角。将子宫角移到10cm的皿里。用10ml不含钙镁离子的PBS洗三遍。 3、用剪刀剪开每一测的胚囊,并将胚胎移到培养皿中。 4、用两副钟表镊子将胎盘和膜与胚胎分离开，分离后切除内脏（所有深色的东西）。将胚胎转移到(有盖)培养皿中，用10ml不含钙镁离子的PBS洗三遍。 5、用带有弯钩的眼科剪将组织剪碎，当你剪的很累以致于不能再剪的时候，加入2ml 胰蛋白酶/EDTA继续剪。再加入另外5ml胰蛋白酶/EDTA，并在37℃孵育大约20分钟。此时，返回至第一步，对下一只鼠进行操作。 6、执行1－4步，到将胚胎置于胰蛋白酶/EDTA中这一步。 7、吹打胰蛋白酶/EDTA中的胚胎，直到有很少的组织物残留。将皿放回培养箱再孵育10分钟。 8、用20ml培养基以终止胰蛋白酶/EDTA的消化，将皿中的物质转移至50ml锥形管中。 9、混匀管内的物质，加入到含有20ml培养基的T75培养瓶中。每个培养瓶中装大约3个胚胎。 10、将这些培养瓶放在培养箱中37℃培养过夜。 11、将胚胎置于PBS中，并重复第5步。 12、第二天更换培养基，以去除碎片和中毒的细胞及其分泌的物质。

13、当培养瓶中的细胞长到80-90%汇合时并仍处于指数生长期时，是冻存细胞的最佳时期。一般说来，这发生在准备胚胎的第二天。这可能或早或晚发生，所以请注意观察你的培养瓶。 注释： 我们已用CF－1品系的鼠制备了成纤维细胞。 培养基成分： 88％DMEM 10％FBS 1％NEAA 1% 双抗 对于新建立的细胞系，要对样本进行支原体检测。 小鼠胚胎成纤维细胞的消化/传代 1、移去MEF培养基 2、用5ml不含钙镁离子的PBS洗涤细胞（以去除胰蛋白酶的抑制物）。 3、每个培养瓶里加入1.5ml的胰蛋白酶/EDTA（0.05%的胰蛋白酶），消化5min。 4、为了使细胞分散开，轻轻吹打细胞。 5、每加入1ml的胰蛋白酶/EDTA，加入至少1ml的MEF培养基以终止胰蛋白酶的消化。 6、将细胞悬液加入到15ml的锥形管中，吹打几次，使细胞分散为单个的。 7、在新的T75培养瓶中加入10mlMEF培养基。 8、将细胞悬液分装到新的T75培养瓶中，放在37℃培养箱中进行培养。 注释： MEF培养基成分：

胚胎翻译 DISCUSSION

Discussion 讨论 In the current study, we report the birth of live cloned piglets from cultures of fetal fibroblast cells. These cells were harvested from Day 25 fetuses before being frozen in liquid nitrogen for 2 yr. They were then passaged up to 12 times (approximately 40 population doublings) before nuclear transfer. Taken together, this result illustrates the utility of cloning for storing and multiplying genotypes and for transgenesis by enabling enough population doublings for selection of gene-targeted cells before nuclear transfer. We believe our success was due to the development of a porcine nuclear transfer system in which donor nuclei were exposed to unactivated cytoplasm for approximately 3 h before activation by chemical means. 在目前的研究中，我们报告了通过胚胎成纤维细胞培养出生的克隆活仔猪。这些收集的细胞来自在液氮中冷冻了两年的Day 25 胎儿。然后，在核移植前他们传代12次（约40倍群体倍增）。两者合计，为储存和繁殖基因型的克隆，并且在核移植前选择基因靶标细胞来确保足够的群体倍增和进行转基因组的克隆，结果表明这两者都是可利用的。我们相信，我们的成功是由于猪核移植系统的发展，它是用化学方法激活之前移植核供体暴露在未活化的细胞质中大约三个小时。 Exposure to unactivated oocyte cytoplasm is believed to facilitate remodeling and reprogramming of donor nuclei, [12, 22]. Unactivated cytoplasm contains high levels of active maturation promoting factor (MPF), which induces nuclear membrane breakdown (NEBD) and premature chromatin condensation (PCC) of transferred nuclei. Tani et al. [9] recently observed NEBD and PCC when bovine cumulus cells were fused with enucleated ova, regardless of the phase of the cell cycle in which donor cells existed. In the current study, we demonstrate the importance of fusing donor cells under calcium-free conditions to avoid concurrent activation in the majority of recipient cytoplasts. This was evident in the first experiment when 69% of cybrids that were fused in calcium-containing medium and not receiving chemical activation stimulus cleaved after 2 days of culture compared with only 10% of their counterparts fused under calcium-free conditions. Our finding contrasts with results in cattle in which reconstructed cybrids were found not to prematurely activate during fusion, despite the presence of calcium in the fusion medium [23, 24]. It is likely that there are differences between species with the ease at which recipient cytoplasts activate upon fusion. Other factors such as the age of recipient cytoplasts, source of oocytes (in vivo-matured or in vitro-matured), and fusion parameters utilized are also likely to influence the activation status of fused cybrids. 暴露在未激活的卵母细胞的细胞质中被认为是促进供体核的重塑和重新编程，[12，22]。未激活细胞质中含有活跃的成熟促进因子（MPF），它能诱导核膜破裂（NEBD）和移植核的染色体提早浓缩。当不考虑供体细胞中细胞周期的存在时，牛卵丘细胞与去核的卵子融合期间，，谷等人[9]，最近观察到核膜破裂和染色体提早浓缩。在目前的研究中，为避免在大多数受体细胞质中发生并发激活，我们证明了在缺钙条件下培养对于融合供体细胞的重要性。

小鼠胚胎干细胞的培养

小鼠胚胎干细胞分化为精子细胞的研究进展 郑晨光生科091 学号090304109 (河北科技大学生物科学与工程学院石家庄050018) 摘要:胚胎干细胞(ESCs) 是一种具有分化发育为三个胚层组织细胞潜能的全能性细胞, 哺乳动物的精子起源于原始生殖细胞(PGCs), ESCs 可分化为PGCs, 并进一步分化为精子细胞。通过在培养基中添加诱导分化因子(如维甲酸等) 或与希望诱导分化的目的细胞(如Sertoli细胞等) 共培养, 并通过鉴别ESCs分化为生殖细胞的各阶段特异性基因标志物 c-kit、VASA、DAZL、fragilis、miwi、mil1和mil2等, 获取不同阶段的生殖细胞。鼠的ESCs 已诱导出了不成熟的精子细胞, 但到目前为止尚无成熟精子培养成功, 且诱导分化的效率很低。 关键字：小鼠；胚胎干细胞；精子 胚胎干细胞是由哺乳动物早期胚胎分离克隆的一类未分化二倍体细胞, 能在体外增殖, 并能保持未分化状态。在一定条件下可以分化为包括生殖细胞在内的三个胚层的所有细胞类型。目前, 已从ESCs 诱导出神经细胞、心肌细胞、肝细胞、骨细胞、胰岛素分泌细胞等。小鼠胚胎干细胞体外已成功诱导分化为精子细胞和卵母细胞, 人胚胎干细胞理论上也具备分化为生殖细胞的潜能。2003 年5 月Hubner 等成功将鼠胚胎干细胞体外分化为生殖系统的卵母细胞,并在Science 上报道了该成果。近来有实验室从小鼠ESCs体外分化产生雄性原始生殖细胞, 孵育分化后注入到卵母细胞可发育成囊胚, 且检验为正常的二倍体核型。本文从小鼠胚胎干细胞定向分化为精子细胞的基因标记和方法学2 个方面, 对ESCs 向精子细胞分化的最新研究进展作一综述。 1 原始生殖细胞的发育 雌、雄鼠合笼至母鼠见阴栓后(days post-coitum,dpc) 7 d ,鼠胚胎中出现原始生殖细胞(primordiralgerm cells, PGCs), 经过增殖, 移行到生殖嵴, 并继续分化为生殖干细胞(germ stem cells, GSCs), 这些细胞是精子和卵子发生的基础。大部分研究者都认为, PGCs 是生殖细胞最初的形式,小鼠胚胎在三个胚层形成时, PGCs同时出现。PGCs 从性腺原条移行到尿囊再移行到近端内胚层中, dpc 7 d 后在中胚层远端可观察到PGCs, dpc 8 d移行到尿囊再到原肠, 这被称为移行期PGCs, 在dpc 9.5-11.0 d , 移行至生殖嵴, 这一阶段被称为移行后期PGCs, 当PGCs 分化为生殖母细胞时, 睾丸或卵巢的结构就已经确立。对于雄性小鼠, 生殖母细胞一直停留在有丝分裂期直到出生后2 d , 然后到达输精管基底膜或者停留在管腔中退化, 那些存活下来的细胞则继续分化为GSCs, 经过多细胞分化阶段, 分化为精母细胞, 精母细胞减数分裂为精子细胞, 后者最终分化为精子。也就是说, 在雄性胚胎中生殖细胞要经历移行前期P G C s 、移行期PGCs、移行后PGCs 、生殖母细胞、A 型精原细胞、GSCs 和减数分裂前生殖细胞, 才形成成熟的精子。在这段复杂漫长的变化中, 有多种不同的特异基因的表达。 2 生殖细胞分化的基因标记 PGCs的很多标志物在未分化的ESCs 上也有表达, 摆在研究者面前的挑战就是如何区分这2种细胞。且ESCs 在分化为PGCs 的过程中, 各个阶段 的基因标记也不同。ESCs的分化依赖于特异基因表达, 在生殖细胞分化中起关键作用的基因有c - k i t 、V A S A 、DAZL、fragilis、miwi、mil1和mil2等, 这些基因的表达有阶段特异性, 即在生殖细胞的不同发育阶段, 它们分别稳定地表达, 从而成为原始生殖细

小鼠胚胎成纤维细胞的原代培养

小鼠胚胎成纤维细胞的原代培养 一、实验材料 1．主要仪器设备 倒置显微镜、培养箱、离心机、25ml玻璃培养瓶、吸管；10ml尖底离心管、Ф80mm玻璃培养皿、青霉素小瓶、小鼠用解剖器械（包括眼科剪和眼科镊） 2．试剂 RPMI 1640培养液、平衡缓冲生理盐水(PBS, pH7.2-7.4)、0.25%胰蛋白酶 3．实验动物 孕14～15天(E14～16)昆白母鼠，领自福建医科大学实验动物中心。 二、实验步骤 1. 获取小鼠胚胎 (1) 取孕14～15天的母鼠，断颈处死，置于蜡盘上 (2) 75％酒精消毒后，用剪刀和镊子剪开下腹皮肤，用两把弯头止血钳夹住切口处的 皮肤向头尾两侧牵拉即剥皮，用眼科弯镊和眼科弯剪打开腹腔，暴露出子宫。 (3) 用眼科弯镊夹住一侧子宫，分离子宫系膜，眼科弯剪剪断子宫角和子宫颈，将整 个子宫分离下来（注意勿使子宫滑落到腹腔外，避免污染）。将子宫置于无菌滤纸 上去除血迹。 (4) 在超净台内将子宫移入预先盛有PBS的培养皿中，洗涤数次。 (5) 将子宫移入另一盛有PBS的培养皿中，用眼科弯剪沿子宫系膜打开子宫，取出带 有胎膜的胎鼠，并用两把眼科镊子剔除胎膜，取出胎鼠（一般有12只）。 (6) 将胎鼠移入另一盛有PBS的培养皿中，用眼科剪和眼科镊去除胎鼠的头、四肢和 内脏，得鼠胚躯干。 (7) 将鼠胚躯干移至另一盛有PBS的培养皿中，用PBS洗涤两次至无肉眼可见的血 色。 2. 小鼠胚胎成纤维细胞的原代培养（组织块半消化法） (1) 将干净的鼠胚躯干移至青霉素小瓶内（每6个鼠胚躯干装1瓶），用眼科直剪剪成 约1 mm3以下的碎块。 (2) 用5ml的刻度吸管每瓶加入约3ml的PBS，混匀后连同鼠胚碎块一起移至一尖底 离心管中。 (3) 室温下静置5min，用刻度吸管吸去上清液，留下鼠胚组织碎块。 (4) 向装有鼠胚碎块的离心管内加入1ml 0.25%胰蛋白酶消化液，轻轻吹吸30秒（可 见组织块变得较为粘稠）。 (5) 加入1 ml 1640培养液终止消化，室温下静置5min，吸去上清液，留下鼠胚组织 碎块沉淀。 (6) 每个离心管内加入5ml 1640培养液悬浮鼠胚组织块，并接种到25ml的螺口的培 养瓶中（接种时应用滴管将组织块混匀）。 (7) 做好标记（如培养日期，细胞名称，编号），将装有鼠胚组织碎块的培养瓶放入37℃， 5％CO2，100％相对湿度的培养箱中培养。 (8) 培养的头两天不要晃动培养瓶，第三天可以观察，可见组织碎块附着于培养瓶底， 周围细胞呈放射状生长，此时有多种细胞类型，有的是呈梭形的成纤维细胞，有 的是呈圆形的上皮细胞。

小鼠胚胎干细胞培养体系的建立

第19卷第2期 江西农业大学学报 V o l.19,N o.2 1997年6月 A cta A gricu ltu rae U n iversitatis J iangx ien sis June,1997 α 小鼠胚胎干细胞培养体系的建立 汪河海1　刘红林2　范必勤1　钟　卉3　丁家桐4 (1　江苏农科院牧医所,南京　210014;2　南京农业大学动物科技学院,南京　210059;3　南京铁道医学院,南京　210009;4　扬州大学农学院动物科学系　225009) 摘 要 通过探讨影响小鼠胎儿成纤维细胞饲养层制备及胚胎干细胞体外培养的若干因素,建立了小鼠胚胎干细胞体外培养体系,并建成小鼠ES细胞系。 关键词:小鼠;胚胎干细胞;培养体系;ES细胞系 中图分类号:S865.1 胚胎干细胞又称ES细胞(Em b ryon ic Stem Cells)。其特点是在体外特定的培养条件下能保持其只生长、不分化的增殖状态,并具早期胚胎细胞发育的全能性。哺乳动物的ES细胞系自Evan s和Kaufm an(1981)首次建立以来[1],引起人们高度的重视,并被广泛地用于动物发育遗传学的基础理论研究和转基因动物的生产实践。但ES细胞系要在体外克隆成功,必须有成纤维细胞或STO细胞饲养层的支持[2],为建立有效的哺乳动物ES细胞体外培养体系,本文就影响小鼠胎儿成纤维细胞饲养层制备及胚胎干细胞体外培养的若干因素做初步探讨,为今后进一步开展研究奠定基础。 1　材料和方法 111　动物准备 选3～4月龄的性成熟的昆明鼠,母鼠自然发情或超排后与公鼠交配,第2天早晨检查阴道栓,见栓查为发情受精。妊娠至一定日龄后取其胚胎或胎儿用于分离囊胚内细胞团细胞或制备胎儿成纤维细胞饲养层。 112　溶液的配制 按日本学者管原七郎的配方配制D PB S液,胰蛋白酶溶液、DM E M液及ES细胞培养液(配方略)。 113　胎儿成纤维细胞饲养层的制备 α

小鼠胚胎干细胞培养实验步骤

细胞的原代培养 点击次数：540 作者：佚名发表于：2009-03-06 16:26转载请注明来自丁香园 一、原代细胞培养原理 原代细胞培养是将机体内的某组织取出，分散成单细胞，在人工条件下培养使其生存并不断生长、繁殖的方法。借助这种方法可以观察细胞的分裂繁殖、细胞的接触抑制以及细胞的衰老、死亡等生命现象。 ? 幼稚状态的组织和细胞，如：动物的胚胎、幼仔的脏器等更容易进行原代培养 ? 掌握无菌操作技术 ? 了解小鼠解剖操作技术 ? 了解原代细胞培养的一般方法与步骤 ?了解培养细胞的消化分散 ? 了解倒置显微镜的使用 二、实验材料 ? 实验动物：孕鼠或新生小鼠 ? 液体：细胞生长液（内含20%小牛血清） 0.25%胰蛋白酶 平衡盐溶液 70%乙醇 ?器材：灭菌镊子、剪刀若干把 灭菌培养皿、细胞培养瓶、小瓶、烧杯若干个 吸管若干支 酒精灯 原代细胞培养方法 三、胰酶消化法 （1）胰酶消化法操作步骤——取材 a. 用颈椎脱位法使孕鼠迅速死亡。

b. 把整个孕鼠浸入盛有75%乙醇的烧杯中数秒钟消毒，取出后放在大平皿中携入超净台。 c. 用无菌的镊子和剪子在前腿下作一腹部水平切口，用无菌镊子将皮肤扯向后腿。 d. 用另一无菌的剪刀和镊子切开腹部，取出含有胚胎的子宫，置于无菌的培养皿上。 e. 剔除胚胎周围的包膜（若胚胎较大，应剪去头、爪），将胚胎放于无菌的含有平衡盐溶液的培养皿中。 f. 漂洗胚胎，去掉平衡盐溶液。继续用平衡盐溶液漂洗胚胎直至清洗液清亮为止。 （2）胰酶消化法操作步骤——切割 a. 将部分胚胎转移至一个无菌小瓶中，用平衡盐溶液漂洗。 b. 然后用眼科手术剪刀小心地绞碎胚胎，直到成1mm3左右的小块，再用平衡盐溶液清洗，洗到组织块发白为止。 c. 静置，使组织块自然沉淀到管底，弃去上清。 （3）胰酶消化法操作步骤——消化、接种培养 a. 视组织块量加入5-6倍的0.25%胰酶液，37℃中消化20-40分钟，每隔5分钟振荡一次，或用吸管吹打一次，使细胞分离。 b. 加入3-5ml细胞生长液以终止胰酶消化作用（或加入胰酶抑制剂）。 c. 静置5-10分钟，使未分散的组织块下沉，取悬液加入到离心管中。 d. 1000rpm，离心10分钟，弃上清液。 e. 加入平衡盐溶液5ml，冲散细胞，再离心一次，弃上清液。 f. 加入细胞生长液l-2ml（视细胞量），血球计数板计数。 e. 将细胞调整到5×105/ml左右，转移至25ml细胞培养瓶中，37℃下培养。 （4）胰酶消化法操作步骤——消化、接种培养

MEF小鼠胚胎成纤维细胞知识总结

MEF小鼠胚胎成纤维细胞知识总结 2008-06-19 00:00 来源：丁香园点击次数：1517 关键词：MEF小鼠胚胎成纤维细胞 知识总结 分享到：收藏夹腾讯微博新浪微博开心网 小鼠胚胎成纤维细胞的富集 1、给13-14天的孕鼠注射大约0.5ml阿佛丁。当鼠麻醉后，实施断颈法处死小鼠。 2、用70％乙醇擦拭腹部，把皮肤向后拉，暴露出腹膜。用消毒过的工具，剪开腹壁以暴露出子宫角。将子宫角移到10cm的皿里。用10ml不含钙镁离子的PBS洗三遍。 3、用剪刀剪开每一测的胚囊,并将胚胎移到培养皿中。 4、用两副钟表镊子将胎盘和膜与胚胎分离开，分离后切除内脏（所有深色的东西）。将胚胎转移到(有盖)培养皿中，用10ml不含钙镁离子的PBS洗三遍。 5、用带有弯钩的眼科剪将组织剪碎，当你剪的很累以致于不能再剪的时候，加入2ml胰蛋白酶/ED TA继续剪。再加入另外5ml胰蛋白酶/EDTA，并在37℃孵育大约20分钟。此时，返回至第一步，对下一只鼠进行操作。 6、执行1－4步，到将胚胎置于胰蛋白酶/EDTA中这一步。 7、吹打胰蛋白酶/EDTA中的胚胎，直到有很少的组织物残留。将皿放回培养箱再孵育10分钟。 8、用20ml培养基以终止胰蛋白酶/EDTA的消化，将皿中的物质转移至50ml锥形管中。 9、混匀管内的物质，加入到含有20ml培养基的T75培养瓶中。每个培养瓶中装大约3个胚胎。 10、将这些培养瓶放在培养箱中37℃培养过夜。

11、将胚胎置于PBS中，并重复第5步。 12、第二天更换培养基，以去除碎片和中毒的细胞及其分泌的物质。 13、当培养瓶中的细胞长到80-90%汇合时并仍处于指数生长期时，是冻存细胞的最佳时期。一般说来，这发生在准备胚胎的第二天。这可能或早或晚发生，所以请注意观察你的培养瓶。 注释： 我们已用CF－1品系的鼠制备了成纤维细胞。 培养基成分： 88％DMEM 10％FBS 1％NEAA 1% 双抗 对于新建立的细胞系，要对样本进行支原体检测。 小鼠胚胎成纤维细胞的消化/传代 1、移去MEF培养基 2、用5ml不含钙镁离子的PBS洗涤细胞（以去除胰蛋白酶的抑制物）。 3、每个培养瓶里加入1.5ml的胰蛋白酶/EDTA（0.05%的胰蛋白酶），消化5min。

小鼠胚胎及人包皮成纤维细胞按比例制成混合饲养层上的人胚胎干细胞生长状态

临床医学
中国组织工程研究与临床康复 第 12 卷 第 3 期 2008–01–15 出版
Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering Research January 15, 2008 Vol.12, No.3
小鼠胚胎及人包皮成纤维细胞按比例制成混合饲养层上的人胚胎干细胞 生长状态★
李 斌1,2，彭秋平2，卢伟英1,2，徐 雯1,2，金应霞2，黄元华1,2
Growth state of human embryonic stem cells on mixed feeder layers with mouse embryonic fibroblasts and human foreskin fibroblasts at different ratios
Li Bin1,2, Peng Qiu-ping2, Lu Wei-ying1,2, Xu Wen1,2, Jin Ying-xia1, Huang Yuan-hua1,2
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Abstract
AIM: The key of the human embryonic stem cell culture is to guarantee the totipotency and inhibit spontaneous differentiation. There are the problems in the traditional methods that human embryonic stem cells were cultured on the mouse embryonic fibroblasts or human foreskin fibroblasts as feeder layer. We aimed to solve the problems, observe growth state of human embryonic stem cells when it was cultured on the mixed feeder layers of different proportion. METHODS：Experiments were completed in Reproductive Medical Center of Hainan Medical College from April 2006 to July 2007. ①The foreskin was from the boy who was circumcised, provided by Department of Urinary Surgery of Hospital Affiliated to Hainan Medical College. Child guardian signed an informed consent of the treatment and experiment and the experiment was approved by the hospital medical ethics committee. Human embryonic stem cell line (HN-1) was isolated from human blastocysts and identified. Eleven clean fetal mice of 12.5-14.5 d were collected and the disposal of animal conformed to the animal ethics standards during the experiments. ②The fetal mice whose heads, limbs and internal organs were removed were repeatedly digested by the trypsin to obtain cells, then cells were cultured. Parts of the original cells were cryopreserved after confluence. It was the mouse embryonic fibroblast feeder layer that cells which were treated for 2.0-3.0 h with mitomycin C were cultured in the center plate coated by gelatin at 1×108 L-1. Isolation, culture and preparation of feeder layer of human foreskin fibroblast were the same as above. Mixed feeder layer was that cells which were mixed according to 1∶0，3∶1，1∶1，1∶3，0∶1 were cultured in the center plate coated by gelatin at 1×108 L-1. ③Growth states of human embryonic stem cells were observed in three different feeder layers and undifferentiated phenotypes were detected, including expression of alkaline phosphatase, and presence of OCT-4, Tert and cell marker (OCT-4). Without feeder layer, human embryonic stem cell differentiation was observed in vitro. RESULTS：①Comparison of human embryonic stem cell growth state on different feeder layers: Colonies of human embryonic stem cells on the mouse embryonic fibroblast feeder layer and human foreskin fibroblast feeder layer was both flat and thin, but those on the mixed cells feeder layer were full and thick. The clonal morphology of the mixed feeder layer, overall, was significantly better than others. ②Comparison of human embryonic stem cell growth state on the mixed feeder layers prepared by different ratios: When mouse embryonic fibroblasts and human foreskin fibroblasts were mixed at a ratio of 1∶1 human embryonic stem cells accumulated significantly and cloning edge was clear, obvious and full. No significant changes were found at 1∶3. It was significantly better than others. ③Detection of human embryonic stem cell undifferented phenotypes on mixed feeder layer: Expression of alkaline phosphatase and OCT-4 antigen were strongly positive. Specific bands of OCT-4 and telomerase mRNA appeared respectively on 200-300 bp and 300-400 bp. ④Differentiation experiment in vitro: Human embryonic stem cells on mixed feeder layer was able to form embryoid bodies and differentiate into a variety of cells. CONCLUSION： ①Comparison with conventional feeder layers prepared by mouse embryonic fibroblasts or human foreskin fibroblasts, the mixed cells feeder layer may be better suitable for human embryonic stem cell culture in vitro and obtain better human embryonic stem cell clonal morphology. ②The feeder layer mixed at a ratio of 1∶1 can get better effect. Li B, Peng QP, Lu WY, Xu W, Jin YX, Huang YH.Growth state of human embryonic stem cells on mixed feeder layers with mouse embryonic fibroblasts and human foreskin fibroblasts at different ratios.Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu yu Linchuang Kangfu 2008;12 (3):424-428(China) [https://www.wendangku.net/doc/278444792.html,/zglckf/ejournal/upfiles/08-3/3k-424(ps).pdf] 摘要
目的：人胚胎干细胞传代培养的关键是抑制其自发分化、保证细胞的全能性。欲解决以小鼠胚胎成纤维细胞或人包皮成纤维 细胞为常规饲养层培养人胚胎干细胞时存在的问题，观察两者按一定比例制成的混合饲养层上人胚胎干细胞的生长状态。 方法：实验于 2006-04/2007-07 在海南医学院附属医院生殖医学中心完成。①对象：包皮来自于行包皮环切的儿童，由海南 医学院附属医院泌尿外科提供，儿童家属对治疗及实验均签署知情同意书，实验经医院医学伦理委员会批准。人胚胎干细胞 系 HN-1 由本实验室从人类囊胚中分离培养并鉴定。清洁级孕 12.5~14.5 d 的胎鼠 11 只，实验过程中对动物的处置符合动物 伦理学标准。②实验方法：将去除头、四肢和内脏的胎鼠按常规胰蛋白酶反复消化法获得细胞悬液进行接种培养，待生长汇 合后冻存部分原代细胞，用丝裂霉素 C 处理 2.0~3.0 h 后，按 1×108 L-1 密度接种于明胶包被的中心皿内，即小鼠胚胎成纤维 细胞饲养层。人包皮成纤维细胞的分离培养与饲养层制备同上。上述两种成纤维细胞分别计数后，按 1∶0，3∶1，1∶1， 1∶3，0∶1 比例混合，然后以 1×108 L-1 密度接种于明胶包被的中心皿内，即混合饲养层。③实验评估：观察体外传代培养 的人胚胎干细胞在 3 种不同饲养层上的生长状态。并对生长在混合饲养层上的人胚胎干细胞进行碱性磷酸酶检测、OCT-4 表 达免疫组化检测、OCT-4 及端粒酶 mRNA 表达 RT-PCR 检测。撤除饲养层，观察人胚胎干细胞体外分化情况。 结果：①不同饲养层上人胚胎干细胞的生长状态比较：生长在小鼠胚胎成纤维细胞和人包皮成纤维细胞上的人胚胎干细胞克隆 扁平、不饱满，而生长在混合饲养层上的人胚胎干细胞克隆饱满、厚实，其克隆形态显著好于其他两种饲养层。②人胚胎干细 胞在不同比例混合饲养层上的生长状态比较：小鼠胚胎成纤维细胞：人包皮成纤维细胞按 1∶1 混合时，人胚胎干细胞显著堆积 生长，克隆边缘清晰、隆起明显且饱满，按 1∶3 混合时无明显变化，优于其余 3 种混合比例。③混合饲养层上人胚胎干细胞未 分化状态的检测：碱性磷酸酶染色及 OCT-4 抗原表达均呈强阳性，分别在 200~300 bp 和 300~400 bp 处可见 OCT-4 和端粒酶
Hainan Medical College, Haikou 571101, Hainan Province, China; 2 Reproductive Medical Center, Affiliated Hospital of Hainan Medical College, Haikou 570102, Hainan Province, China Li Bin ★ , Master, Assistant, Hainan Medical College, Haikou 571101, Hainan Province, China；Reproductive Medical Center, Affiliated Hospital of Hainan Medical College, Haikou 570102, Hainan Province, China libinliccc@https://www.wendangku.net/doc/278444792.html, Correspondence to: Huang Yuan-hua, Master, Professor, Hainan Medical College, Haikou 571101, Hainan Province, China; Reproductive Medical Center, Affiliated Hospital of Hainan Medical College, Haikou 570102, Hainan Province, China huang_yuanhua@ https://www.wendangku.net/doc/278444792.html, Received:2007-08-22 Accepted:2007-11-22
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kf23385083@https://www.wendangku.net/doc/278444792.html,