动物实验报告
实验动物学实验报告
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实验一：小鼠实验
、实验目的
掌握小鼠的常用给药方法；
掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠;
2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖
刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；
2%水合氯醛;
三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时， 用左手拇指
和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉 直，以无名指按住鼠尾，
小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验 动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以
及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生 殖器与肛门的
距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有
无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法
1）耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口， 左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠;
3）染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 1、
掌握小鼠抓取、固定的基本方法; 2、 掌握小鼠的雌雄鉴别方法;
3、
掌握小鼠的标记方法; 4、 掌握小鼠的基本采血技术;
5、 6、
4、小鼠的基本采血
1）剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交
替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2）眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后,
拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml 0
3）心脏取血
动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器, 选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后
壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠
3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml ；2）皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然
后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3）肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于
油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90。角迅速插入1/4, 注入药液用药量不超过0.1ml/10g体重。
4）腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45。角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。5）尾静脉注射给药
肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管,
9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小
鼠为 双角子宫，为丫字形。
10 ）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊 内。 鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧
杯中，使尾巴露出，尾部用45?50 C 的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩
张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中 指从下面托起
尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与
静脉平行（小于30C ）,从尾下四分之一处（约距尾尖 2-3厘米）处进针，此处
皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把 尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始,
以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。
6小鼠的解剖
将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠 腹部的皮肤
消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用
手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察
1) 2) 肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。 心脏：呈
圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3) 4) 肝：附于隔上，呈暗褐色，分 5叶。 胃：
分贲门、幽门、胃底及胃体。
5) 肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6) 脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7) 胰：在十二指肠附近，呈粉红色。
8） 开口于膀胱背侧。
实验二：大鼠实验
一、实验目的
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；
3、掌握大鼠的标记方法;
4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）
5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内
6掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料
1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；
2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;
三、实验内容及步骤
1.抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，
大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显, 成年雌鼠可见阴道开口和乳
头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定, 其他
雄性：距离长，毛发密（和
部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。
3.给药
1）灌胃：将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠
头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动
物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。- 般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;（若药物灌入肺中, 大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺
入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺
入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定
在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45?50 C的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈, 用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30 C）,从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽
出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。注射完毕后
用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向
尾根部方向移动注射。（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指
捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起, 经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射
时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出, 停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4.麻醉:
抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两
实验动物学重点题库
复习题 1、简述动物实验中3R原则内容及其意义。 Replacement 替代1.尽量使动物一体多用2、用低等动物代替高等动物3、尽量使用高质量动物4、使用恰当的试验设计和统计学方法 Reduction 减少1、用有生命的物体代替动物进行研究2、用数理化方法模拟动物进行研究Refinement 优化1、改善实验设施条件，提高动物实验质量2、改善控制技术，减少对机体的干扰 3R研究的意义 1、作为提升突破技术壁垒能力的载体和具体体现“标尺”，在经济发展和国际贸易中发挥不可替代的重要作用。 2、为科学发展提供了新思路和新方法。 3、体现时代发展、社会进步 2、简述免疫缺陷动物的概念以及生物学特性（主要是裸鼠和联合免疫缺陷鼠）。 指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。 一、T淋巴细胞功能缺陷动物：1、裸小鼠（nude mice）：1）被毛生长异常，呈裸体外表。2）无胸腺，仅有胸腺残迹或异常胸腺上皮，不能使T-cell正常分化，导致细胞免疫力低下。幼龄鼠有残存的未分化的上皮细胞。3）B细胞功能正常，NK细胞活力增强。4）繁育能力差，乳腺发育缺损，以雄性纯合子与雌性杂合子繁育。5）T细胞缺陷可通过移植成熟T细胞、胸腺细胞或正常胸腺上皮得到校正。2、裸大鼠(nude rat)：基因符号为rnu，一般特征似裸小鼠。1）发育迟缓，体重为正常大鼠的70%。2）裸大鼠较裸小鼠对多种传染病更敏感。3）比裸小鼠更强壮、寿命更长。4）体型较大，对大范围的外科手术方法较有利。二、联合免疫缺陷动物1、严重联合免疫缺陷小鼠(SCID mice)：突变基因scid位于16号染色体。1）该突变基因造成编码Ig重链和TCR的基因重排异常，抑制B-cell和T-cell前体的正常分化。2）C.B-17Icr为携带来自C57BL/ka小鼠的免疫球蛋白重链Igh-1b等位基因的 BALB/cAnIcr的同源近交系。3）纯合子血清中无免疫球蛋白，淋巴结、胸腺变小，缺乏体液、细胞免疫功能。饲养于SPF环境中。4）通过移植人免疫组织或免疫细胞，可使SCID 小鼠具有人类部分免疫系统，称为SCID-hu小鼠。
实验动物学实验论文
实验动物学实验论文 实验名称：切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备设计班级：2013级生物技术班 设计人员：陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲 设计日期：2015年11月 切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备（陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲）
【摘要】[目的]：肺水肿是一种常见的疾病，通过切断大鼠迷走神经，模拟人类肺水肿探究制备大鼠肺水肿模型的方法，提供一种较好符合临床肺水肿病理生理特征的实验性肺水肿动物模型。[方法]：将实验大鼠随机分为对照组（假手术），夹闭一侧迷走神经组和双侧夹闭组，夹闭迷走神经，观察动物的体征变化，确定大鼠肺水肿动物模型。[结论]：三组大鼠肺系数之间并无明显差异。 【Abstract】Objective]: pulmonary edema is a common disease, cut through the vagus nerve in rats, simulation human pulmonary edema inquiry system for preparation of the rat model of pulmonary edema, providing a consistent clinical pulmonary edema pathophysiological characteristics of experimental animal model of pulmonary edema. Methods: rats were randomly divided into control group (sham operation). The rats were divided into control group and bilateral occlusion group. [Conclusion] there is no significant difference between the three groups in the lung coefficient. 【关键词】肺水肿切断迷走神经术大鼠动物模型 肺水肿是指由于某种原因引起肺内组织液的生成和回流平衡失调，使大量组织液在很短时间内不能被肺淋巴和肺静脉系统吸收，从肺毛细血管内外渗，积聚在肺泡、肺间质和细小支气管内，从而造成肺通气与换气功能严重障碍。在临床上表现为极度的呼吸困难，端坐呼吸，发绀，大汗淋漓，阵发性咳嗽伴大量白色或粉红色泡沫痰，双肺布满对称性湿啰音。肺水肿为内科危急重症，临床症状凶险，病情发展急剧，易并发呼吸、循环衰竭，病死率极高，如果不及时诊治，会引发严重的后果。目前，国内外复制实验性肺水肿的模型很多，如油酸诱导，注射生理盐水，吸入光气等方法，都有很明显的现象。我们采用切断迷走神经的方法，对大鼠肺系数等指标进行观察，观察肺水肿模型是否建立。 1 材料与方法 1.1实验动物：SD大鼠24只，体重 200-290g，雌雄随意，由成都医学院实 验动物中心提供。 1.2实验药品与试剂：3.6%水合氯酸。 1.3实验仪器与器械：电子天平，注射器，烧杯，手术器械（解剖刀，解剖盘，解剖剪刀，手术线眼科镊等）、滤纸，计时器等。 2 方法 将实验动物随机分为3个组，A组B组C 组各8只大鼠。A组为假手术组，将大鼠称重，麻醉（用 3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，仅找出迷走神经，不做任何处理；B组为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出一侧迷走神经，用手术剪剪断；C组也为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出两侧的迷走神经剪断。手术处理后，观察大鼠有无呼吸频率改变、湿啰音、咳血、身体抽搐等体征变化，0.5小时后处死所有大鼠。在解剖时，先结扎气管以免液体外溢，然后将肺和心脏一同取出，剪去心脏和表面的脂肪组织，并用滤纸吸干表面的液体，最后分别将各组大鼠肺称重，计算肺系数（肺系数=肺重量（g）/大鼠体重（kg））。
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验
一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，
医学实验动物学考试重点总结
名词解释：实验动物（laboratory animal）：指经人工培育，对其携带的微生物、寄生虫进行严格控制，遗传背景明确，可用于科学实验、药品、生物制品的生产和检定及其它科学研究的动物。 实验用动物：是指一切用于实验的动物，除了符合严格要求的实验动物外，还包括家畜和野生动物等。 实验动物与实验用动物：遗传控制不同,微生物控制等级不同,培育的形质和目标不同。 人类疾病的动物模型：是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。 实验动物标准化：遗传质量标准化微生物质量标准化环境标准化营养标准化 按遗传控制标准，实验动物分为：近交系（CH3），突变系（裸鼠），杂交系（F1），封闭群（远交系）（KM小鼠，wister大鼠） 按基因型分：1、同基因型动物（如近交系、F1代） 2、不同基因型动物（如封闭群） 按微生物控制程度分级：普通级，清洁级，SPF级，无菌级（2001年版的国家标准中，大小鼠取消普通级动物，犬、猴只分普通级和SPF级，豚鼠、地鼠和兔仍然分4级） SPF动物定义：除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。（屏障环境中饲养，种子群来源于无菌动物或剖腹产动物。饲养管理同清洁动物） 无菌动物的特点：形态学及生理学特点： ①形态学：盲肠肥大（增大5～6倍），肠壁薄，易发肠扭转。心脏、肝脏、脾脏相对较小。 ②生理学: 血中无抗体，巨噬细胞吞噬能力弱。体不能合成维生素B和K。无菌鸡生长较快、无菌豚鼠和无菌兔生长较慢。无菌大小鼠与普通大小鼠生长速度相同。 （3)饲养要求：隔离环境中饲养，种子群来源于剖腹产动物或无菌卵的孵化。由于肠道无菌，饲养困难，应注意添加各种维生素。每2～4周检查一次动物的生活环境和粪便标本。 悉生动物：概念：悉生动物是指在无菌动物体植入已知微生物的动物。又称已知菌动物。植入一种细菌的动物叫单菌动物；植入两种细菌的动物叫双菌动物；植入三种细菌的动物叫三菌动物；植入多种细菌的动物叫多菌动物。（由于肠道接种有利于消化吸收的细菌，故饲养较无菌动物容易，形态学和生理学方面与普通动物无异。） 近交系：经至少连续20代的全同胞兄妹交配培育而成，品系所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。 特点： 1、其基因纯合度达到98.6%，个体差异小，似同卵双生反应一致重复性好，用少量动物即可获得精确度很高的实验结果，个体相互之间可以接受皮肤、器官移植。 2、隐性基因纯合使许多病态性状得以暴露，可获得大量先天性畸形及先天性疾病的动物模型.如高血压、白障、糖尿病.动物模型。 缺点：出现近交衰退。近交衰退是近交过程中动物群体由于基因分离与纯合发生一系列不利于个体或群体发育的变化和现象。
实验动物论文
学校代码编号 上海农林职业技术学院 《实验动物》论文 题目：实验动物饲养管理 学院上海农林职业技术学院 专业（方向）环境监测与治理技术 班级 学号 姓名 指导教师 2012年12月26日
摘要 (1) 关键词 (1) 1 常用实验动物饲料 (2) 1.1啮齿类实验动物的营养需要 (2) 1.2饲料的种类 (2) 1.3饲料的质量要求 (2) 1.4饲料营养素对动物实验结果的影响 (3) 2 常用实验动物管理 (3) 2.1实验小鼠的饲养管理要点 (3) 2.2实验大鼠的饲养管理要点 (3) 2.3实验豚鼠的饲养管理要点 (4) 2.4实验兔的饲养管理要点 (4) 2.5实验犬的饲养管理要点 (4) 参考文献……………………………………………………………4、5
本文从常用实验动物饲料与管理两个方面讨论了实验动物的饲养与管理方法。饲料营养与动物生活环境因素影响着动物的健康与生活。本文说明了部分实验动物的饲养与管理办法，并结合学习实际,加深了对问题的理解。 关键词：饲料管理实验动物
实验动物饲养管理 1 常用实验动物饲料 1.1啮齿类实验动物的营养需要 大鼠、小鼠饲料蛋白质占18%-20%左右，粗纤维5%，粗脂肪4%。维生素A需求量为每公斤饲料含7000-14000IU，通常以加入1%的清鱼肝油来满足。应适当补充维生素E，每公斤饲料含60-120IU，以提高受孕率。 金黄地鼠饲料蛋白质占21%~24%，动物性蛋白尚应含相当比例，主要来源于鱼粉和鸡蛋。植物性蛋白主要来源于黄豆和豆粉。此外, 应喂饲一些白菜、萝卜、黄瓜等青饲料。 豚鼠饲料蛋白质占17%-20%左右，尤其对精氨酸的需要量较高。由于它的盲肠较发达，因而对纤维素亦有较高需要，应占饲料总量的10%-15%左右。豚鼠体内不能合成维生素C，因此要在饲料中添加。一般每公斤饲料含维生素C 1500mg，妊娠豚鼠每公斤饲料含维生素C 1800mg。实际喂养时，主要可喂饲苜蓿草粉、干草粉和(或)绿色蔬菜等。 兔,新生家兔一般要哺乳一个月左右才能开始吃饲料。家兔饲料中蛋白质应占14%-17%，粗脂肪占3%，粗纤维占10%-15%以上。饲料中应含大量干草,以补足其对粗纤维的基本需要量，从而可防止家兔因粗纤维摄入不足而导致腹泻。 犬，为肉食性动物，其饲料中应含20~24%蛋白质，4.5%-6.5%粗脂肪，3%
动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖 三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。 四讨论和结论： 通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
动物论文
实验动物学期末作业 班级：20111641 姓名：肖海琼 学号：2011164102
药物对动物血压的作用 摘要目的观察肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素及乙酰胆碱等药物对家兔血压的作用，并以阻断药为工具分析各药对于受体的作用。方法采用动脉血压的直接测量法，用血压换能器测定不同药物作用后的血压变化情况结果静脉注射0.02g/L肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.93mmHg上升到102.06mmHg；静脉注射0.02g/L 去甲肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.83mmHg上升到109.77mmHg；静脉注射0.02g/L异丙肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.83mmHg下降到54.08mmHg；静脉注射10g/L酚妥拉明1mg/kg后：静脉注射0.02g/L肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由67.08mmHg下降到54.40mmHg；静脉注射0.02g/L去甲肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由67.06mmHg上升到76.90mmHg；静脉注射0.02g/L异丙肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由67.04mmHg 下降到55.37mmHg；静脉注射2.5g/L普萘洛尔0.5mg/kg后：静脉注射0.02g/L盐酸肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.61mmHg 上升到98.42mmHg；静脉注射0.02g/L去甲肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.43mmHg上升到99.09mmHg；静脉注射0.02g/L异丙肾上腺素0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.33mmHg变为78.93mmHg；静脉注射0.01g/乙酰胆碱0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.63mmHg下降到59.32mmHg；静脉注射1g/L阿托品后：静脉注射0.01g/乙酰胆碱0.1ml/kg后家兔平均动脉压由84.43mmHg下降到75.84mmHg；静脉注射10g/乙酰胆碱0.1ml/kg后家兔平均动脉压由
实验动物学论文
实验动物在生物医学等各领域的应用 摘要：实验动物是指用于科研、教学、生产、检测、鉴定及其他科学实验的动物，其人工饲育的遗传背景明确、来源清楚，并严格控制其所携带的微生物。实验动物是生命科学的基础和重要的条件，它的重要性在于一方面它是生物医学研究的重要手段，直接影响着许多领域研究课题成果的确立和水平的高低。另一方面，它的提高和发展又会把许多领域课题的研究引入新的境地，推动生物医学的发展。 关键词：实验动物重要应用地位前景 正文： 1.实验动物在生物医学发展中的重要作用 回顾生物医学发展的历史不难发现，许多具有里程碑式的划时代研究成果，往往与实验动物及动物实验密切相关。 1628 年，英国科学家哈维通过对蛙、狗、蛇、鱼、等动物的解剖与生理研究，发现了血液循环是一个闭锁的系统，阐明了心脏在动物体内血液循环中的作用。1878 年，德国科学家科赫通过对牛、羊疾病的研究，发现了结核杆菌，指出了细菌与疾病的关系等科学突破。生物医学家巴甫洛夫指出，“没有对活动物进行实验和观察，人们就无法认识有机世界的各种规律，这是无可争辩的”。[1] 2.简述实验动物种类及其在现代生物医学研究领域的重要性 实验动物按传统的动物学分类：即啮齿类动物、畜类哺乳动物、禽类、鱼类、非人灵长类。按微生物等级分类：即无菌动物(BM)、无抗原动物、已知菌动物、无特定病原体动物(SPF)、普通动物(K)。我国将实验动按微生物等级分四级，即普通动物、清洁动物、无特定病原体动物(SPF)、无菌动物(BM)。按遗传学特性分类：将实验动物分为近交系动物、突变系动物、远交系动物、系统杂交动物和普通杂种动物五种类别。在生物医学研究领域里，进行实验研究的条件可概括为A EIR 四个基本要素。所谓A是指Animal（动物），E 是指Equipment（设备），I 是指Information（信息），R 代表Reagent（试剂）。[2]实验动物是实验研究中不可缺少的条件，由此可以看出实验动物是现代生物医学研究的重要支撑条件。 3.实验动物在相关领域广泛应用 3.1制药工业方面 实验动物在制药工业方面的应用非常广泛，新药的研制，必须通过安全性试验，其中包括动物的急性、亚急性及慢性毒性试验，三致试验（致癌、致畸、致突变），有的还要利用实验动物模型进行效果试验，证明对机体无毒性或安全可靠、有效后方能申请报批，否则可能会给人类造成不可挽回的恶果。如1962年西德某药厂生产一种反应停药物给孕妇使用，结果造成畸胎儿发生率增高，给子孙后代带来灾难。药品出厂前，每批都要用实验动物进行检测，以确保绝对安全。化工产品的毒副作用对生命的影响，都是从动物实验中获得的结果。因此，实验动物在医药、化工领域里被称为“有生命的试剂”，是各种药理、毒理实验工作的重要条件，成为衡量医药、化工科学技术水平的重要标准。[3] 3.2畜牧科学方面 疫苗的制备和鉴定、生理试验、胚胎学研究、营养饮料的分析、保持健康群体以及淘汰污染动物等工作，都要使用实验动物。特别是在畜禽传染病的研究工作中，常急需要有合格的实验动物进行实验。目前在兽医科学研究上，由于所用试验动物或鸡卵不合乎标准，质量很差，严重影响科研效果，甚至在某些疫病
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
实验动物学重点整理
实验动物学重点整理 1大小鼠年龄、体重、寿命的比较数据？ 成年动物的年龄、体重和寿命比较 小鼠大鼠 成年日龄（天）65-90 85-110 成年体重（克）20-28 200-280 平均寿命（年）1-2 2-3 2动物实验的对照类型？ （一）空白对照： 不给任何措施的情况下观察动物自发变化的规律。家兔白细胞数每天上下午有周期性的生物钟变化。 （二）实验对照： 采用与实验组相同操作条件下对照，如给药实验中的溶媒（Nacl），手术，注射以及观察时的抚摩等都可以对动物发生影响。有人报告，针刺犬的人中穴对休克、心脏血液动力学有改变，但采用空白对照（不针刺）不够，应该设有针刺其它部位或穴部的实验对照。 （三）有效（标准）对照： 常用于药物研究。对一新药疗效可用一已知有效药或能引起标准反应药物做对照，可考核实验方法可靠性，又可通过比较，了解新药疗效和特点（普鲁卡因---对皮肤黏膜穿透力弱，用纳塞卡因---穿透力强，作用快、持久）。（四）配对对照： 同一个体不同眼睛比较对照期和实验期差异（左眼试验，右眼对照）；同一种动物后代分成左右两部分进行对照和实验以比较差异，此法可大大减少抽样误差。实验中可用同卵双胎或同窝动物。 （五）组间对照： 将实验对象分成两组或几组比较其差异。这种对照个体差异和抽样误差比较大，可用交叉对照方法以减少误差。观察某药物疗效可用两组犬先分别做一次实验和对照，再相互交换，以原实验组做对照组，原对照组做实验组重复第一次实验，观察疗效或影响，切记检查指标和条件要等同。 （六）历史对照与正常值对照： 此种对照要慎重，similar background ---条件、背景、指标和技术方法相同才进行对比，否则得出不恰当的甚至错误结论。 3转基因动物的概念、制备过程? 转基因动物： 用物理、化学、生物手段将确定外源基因通过生殖细胞或早期胚胎导入动物染色体，其基因组内稳定整合导入外源基因，能遗传给后代的一类动物,使其获得人类需要新功能。 技术程序：
动物实验论文
田螺的解剖 姓名陈旭 中北学院生物技术 摘要：田螺属于软体动物门腹足纲，为淡水习见螺类，生活于湖泊，河流，水库，池塘及稻田内，以宽大的肌肉质足在水底爬行，尤其喜栖息在水草茂盛的水域，在我国分布甚广，为世界性分布。 关键词：齿、心室、闭管式循环、神经索、脑神经节、组神经节、侧神经节、脾神经节 正文：该螺壳大，薄而坚，黄褐色到深褐色，表面较光滑，壳高40-60mm，宽25-40mm，螺层6-7层。最小的螺层位于顶部，最大的螺层位于底部，螺层与螺层之间的界限为缝合线。圆田螺缝合线较深，螺层明显。壳口近卵圆形，厣角质，薄片状，梨形，具有同心圆花纹。它的头，足，内脏团等均可藏于壳内，以厣封住壳口。活动时，仅头，足可自壳内伸出。 解剖时，取一活体圆田螺，可通过其生殖腺的颜色来辨别螺的性别。田螺的头部较发达，头前端有一突出的吻，吻腹侧中央为口。吻基部两侧就是一对较长的触角。雄性的右触角粗短，为交配器官，雄性生
殖孔位于顶端，据此可区分雌雄。用镊子自体螺层开始，依次轻轻敲破螺壳，用镊子将虽壳片移去，将软体部剥离并分离各器官。 将解剖剪沿出水管插入，沿膜下淡黄色的鳃和暗褐色的肠管剪开外套膜，进行观察。在外套腔的左侧紧贴着外套膜，可见一栉状鳃，由一排三角形的小片组成，表面具纤毛，内有血管。当水流经入水管进入外套腔，鳃从水中摄取氧，将二氧化碳排于水中，气体交换后，水从出水管排出。用镊子可大致推出出水管很长，这可以保证将带有排遗物和排泄物的水远离入水管的地方。 头部最前端有口，口后为膨大的咽，内有齿舌。齿舌为软体动物特有的器官，它是由许多角质齿有规则的排列而成，似锉刀，每一排角质齿有中央齿一个，侧齿一到数对，缘齿一对或多对，齿舌之下有支撑齿舌的软骨为齿担，田螺以水生植物和藻类为食，摄取食物即靠齿舌和齿担在多束肌肉的控制下，作前后伸缩运动，以刮取食物。其齿式为2.1.1.1.2。 咽后是细长的食道，食道后为膨大的胃，胃后为管状的肠和直肠，肠扭转180度，折向前行，最后以肛门开口于外套腔内，出水孔附近。唾液腺有一对，位于食道与胃之间，有管入咽。肝为褐色，位于胃的周围，扭曲盘旋于内脏团的顶端。肝很发达，由分支的管状腺组成，有肝管通入胃，能分泌糖酶和蛋白酶，是圆田螺的主要消化腺。 在鳃的末端，胃的前方有一薄膜状的围心腔，用剪刀小心地剪开，可以看到里面的肌肉质心室与一壁薄的心耳，心室向前端发出一主动脉，然后分为两支。一支为前大动脉，分支后分别通入头，足，外套
实验动物学论文
关于实验动物学生物医学等领域的应用的研究 摘要：在医学生物学的发展过程中，实验动物的重要性已愈来愈被人们所认识。合理地应实验动物对达到预定的实验目的起着至关重要的作用。人类各种疾病的发展过程十分复杂,要深入探讨其疾病的发病及防治机制是不可能也不应该在病人身上进行的,但可以对动物各种疾病和生命现象的研究进而类推到人类,而实验动物又容易感染类似人类的一些疾病,对动物这些疾病的研究结果,可以应用于人类的类似疾病,也有利于其他动物类似疾病的预防和治疗。但另一方面，动物权利论—生态伦理学的一个流派,主张动物和人类一样,也拥有天赋的生存权和自由权。因此，医学工作者应以科学、认真、人道的态度来进行动物实验。 关键词：实验动物学；应用； 生命科学是21世纪的领衔学科群，目前从事这一行业的人是一群名副其实的21世纪追梦人，这群追梦人明天可能取得的成就无疑会造福于人类1中国科学院生物学部生命科学发展战略调研小组．迎接生命科学世纪的挑战口[J]、世界科技研究与发展．2001：23（I）：I-6。但生命的许多研究领域都依赖于实验动物借助于实验动物，可以开展有关生命现象及其本质的许多研究。通过动物实验，可以对化学药物和生物制品进行安全和效果评价，实验动物可以用作人类和动物疾病的模型．研究许多疾病的发生发展及其结构和机能上的变化，探索和评估诊疗方法。以实验动物为材料,开展医学实验研究,进行生命基本规律和病理发生机制的研究并通过推演、类比解决生命科学和医学中的重大问题[2[2施新猷,王四旺,顾为望,等·比较医学[M]·西安:陕西科学技术出版社, 2003·15-25· 因此，若没有优质的实验动物，虽有优秀的科研人员精密的仪器，也根本无法准确、全面、多方位、多层次地了解和回答生命科学．实验动物学是现代科学技术的重要组成部分,是生命科学的基础和重要支撑条件,是衡量现代生命科学研究水平的重要标志[3白晶.动物实验“3R”原则的伦理论证[J].中国医学伦理学,2007,20(5):48~50. 但是，近年来由于动物保护运动的兴起,保护动物权利的呼声愈来愈高涨,动物实验面临动物权利论的伦理挑战。鉴于以上本文对实验动物在生物医学上的应
青蛙解剖实验报告
2012 级应心班《人体解剖生理学》实验内容 一、人体基本组织的观察 （一）实验目的观察并掌握人体四大基本组织的结构特点及功能。 （二）实验材料四大基本组织的永久装片；显微镜 （三）实验要求正确使用显微镜，观察各种组织的基本特征。注：实验前请复习四大基本组织的结构特点和功能。 二、人神经系统的形态观察 （一）实验目的 1. 观察脊髓的形态结，了解脊神经的组成。 2. 观察脑干的的形态结构和脑神经进出脑干的部位，了解脑干中的主要神经核团和纤维束的位置。 3. 观察间脑、小脑和大脑的形态结构，辨认大脑半球的主要沟、回和分叶。 （二）实验材料脊髓模型；脑干模型；人脑模型；脊髓横切片；显微镜 （三）实验要求观察各模型加深对神经系统的认识；正确使用显微镜，观察脊髓横切片。注：实验前请复习神经系统的结构组成和功能。 三、反射弧的分析和脊髓反射的观察 （一）实验目的 1. 通过用脊蛙（去除脑保留脊髓的蛙，成为脊蛙）分析屈肌反射的反射弧的组成部分，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。 2. 观察脊髓的反射活动并研究脊髓反射中枢活动的若干特征。 （二）实验原理 （三）材料与方法 1 材料 1.1 实验动物青蛙 1.2 器材蛙类手术器械 1 套，铁支架，电刺激器，刺激电极，秒表，棉球，纱布，培 养皿 2 个，烧杯 1.3 药品 0.5% 硫酸， 1%硫酸 2 试验方法与步骤 2.1 制备脊髓动物：取青蛙一只，用剪刀横向插入口腔，从鼓膜后缘处剪去颅脑部，保留下颌部分。以棉球压迫创口止血，然后用止血钳夹住下颌，悬挂在铁支架上。 2.2 正常脊髓反射的观察 2.3 搔扒反射：将浸以 0.5%硫酸的小滤纸片一块，贴在青蛙腹部下段的皮肤上，可见四肢向此处搔扒，直到去掉滤纸片为止，之后用清水冲洗皮肤。 2.4 反射时的测定：用培养皿分别盛 0.5%和 1%硫酸溶液，将青蛙左后肢的脚趾尖浸于硫酸溶液中，同时用秒表记录从浸入时起到发生屈腿发射所需的时间，即反射时。观察后立即将该足趾浸入清水中浸洗几次，然后用纱布拭干。按上法重复三次，求其平均值，此值即为反射时。 2.5 将两对电极连接到刺激器 2.6 反射弧的分析 2.6.1 剥去左肢皮肤：在左侧后肢趾关节上方，将皮肤作一环状切口，将足部皮肤剥掉。 2.6.2 1% 硫酸刺激左趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.3 1% 硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.4 1% 硫酸滤纸片贴在左小腿切口上面的皮肤上，观察活动情况。 2.6.5 分离右侧大腿背侧坐骨神经干，两侧结扎，中间剪断，1%硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动。 2.6.6 刺激神经两端：以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和外周端，观察腿部反应。 2.6.7 破坏脊髓：以探针捣毁青蛙脊髓后，以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和 外周端，观察腿部反应。 2.6.8 刺激腓肠肌：直接刺激右侧腓肠肌，观察有何反应。
实验动物学重点
实验动物学重点
1.实验动物学绪论 2.实验动物质量控制 3.常用实验动物 4.实验动物营养与饲料 5.实验动物环境和设施 6.基因工程动物 7.“3Rs”理论及其研究进展 8.怎样才能作好动物实验 实验动物学绪论 实验动物学：以生物学、动物科学、动物医学、医学,药理学、毒理学等学科为基础，综合发展而形成的一门覆盖 面极广的边缘学科。 实验动物学包括：实验动物，实验动物医学，比较医学，动物实验 实验动物：是指经人工培育的、遗传背景清楚、对其携带微生物和寄生虫实行控制、用于科学实验、教学、检定及 药品、生物制品生产的动物。 实验用动物：实验动物、家畜、野生动物、伴侣动物 概况：实验动物科学内容：实验动物、实验动物医学、比较医学、动物实验 1988年，国家科委发布《实验动物管理条例》 1996年10月，《北京市实验动物管理条例》出台，于2005年1月1日实施 实验动物伦理：是人与实验动物关系的伦理信念、道德态度和行为规范。主要体现在尊重实验动物的价值和权利。 实验动物福利：实验动物的一种康乐状态。在此状态下，其基本需求得到满足，而痛苦被减至最小。 五项基本福利：一，提供适当的清洁饮水和保持健康和精力所需要的食物，使动物不受饥渴之苦 二，提供适当的栖息场所，能够舒适地休息
和睡眠，使动物不受困顿不适之苦 三，做好防疫，预防疾病和给患病动物及时诊治，使动物不受疼痛、伤病之苦 四，保证拥有良好的条件和处置（包括安乐死），使动物不受恐惧和精神上的痛苦 五，提供足够的空间、适当的设施以及与同类动物伙伴在一起，使动物能够自由表达正常的习性 动物实验需要考虑实验动物伦理的几个环节：实验目的确定和必要性评估、实验设计遵循3Rs原则、实验操作过程避免或减轻动物疼痛及恐惧、日常饲养及护理、安乐死 CRO：Contract Research Organization Include: Clinical trial、Preclinical research AAALAC认证（国际实验动物管理评估和认证协会）实验动物学发展趋势：基因修饰技术运用； 实验动物福利与“3Rs”原则； 实验动物商品化及SPF动物广泛应用； 人源化小鼠模型的建立。 实验动物科学发展简史：1909年，Prof. Little 采用近交方法 培育出首个近交系小鼠DBA 1943年，美国Dr. Reynier研制出第一台金属隔离器，饲养无菌 大鼠 1948年，美国成立实验动物管理小组，后又成立实验动物科 学学会（AALAS） 1966年，美国国会批准《实验动物福利法案》 1982年，第一例转基因小鼠问世 实验动物学、比较医学等专业的设立及建立相应培训制度 我国实验动物科学发展概况：1918年，原北平中央防疫处开 3
动物实验报告修订稿
动物实验报告 集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-
实验动物学实验报告学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠
尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血
医学实验动物学论文
医学动物的应用以及影响因素 摘要：实验动物是指用于科研、教学、生产、检测、鉴定及其他科学实验的动物。合理地应实验动物对达到预定的实验目的起着至关重要的作用。不同种属和个体的动物影响外源化合物在其体内的代谢,因而影响外源化合物的作用。环境因素不仅影响实验动物,同时也影响外源化合物。简要介绍影响实验动物的几个主要因素,并结合学习实际,加深了对问题的理解。关键词：实验动物应用影响因素 引言：生命科学是21世纪的领衔学科群，目前从事这一行业的人是一群名副其实的21世纪追梦人，这群追梦人明天可能取得的成就无疑会造福于人类【1】。 （二）简述实验动物种类 我国将实验动按微生物等级分四级，即普通动物、清洁动物、无特定病原体动物(SPF)、无菌动物(BM)。按遗传学特性分类：将实验动物分为近交系动物、突变系动物、远交系动物、系统杂交动物和普通杂种动物五种类别。在生物医学研究领域里，进行实验研究的条件可概括为A EIR 四个基本要素。所谓A是指Animal（动物），E 是指Equipment（设备），I 是指Information（信息），R 代表Reagent（试剂）。[2]实验动物是实验研究中不可缺少的条件，由此可以看出实验动物是现代生物医学研究的重要支撑条件。 -0 （三）在现代生物医学研究领域的应用 .1 动物疾病模型 利用动物疾病模型可以探讨人类疾病的病因、病理、发病机制、预防和治疗。在人类的代谢病、传染病、寄生虫病以及新出现、新发现的病中，许多已经制成了相应的动物模型，且有些病的动物模型越来越准确。【3】 2.2 器官移植 灵长类动物与人类最接近，是理想的器官供应动物。但灵长类动物稀少昂贵，满足不了人类需求。猪繁殖量大、繁殖周期短，是人类进行器官移植的可行动物。利用猪心脏瓣膜修补人心脏瓣膜缺损，国外已普遍推广，我国也亦临床应用。【4】 2.3制药工业方面 实验动物在制药工业方面的应用非常广泛，新药的研制，必须通过安全性试验，其中包括动物的急性、亚急性及慢性毒性试验，三致试验（致癌、致畸、致突变），有的还要利用实验动物模型进行效果试验，证明对机体无毒性或安全可靠、有效后方能申请报批，否则可能会给人类造成不可挽回的恶果【5】 2.4畜牧科学方面 疫苗的制备和鉴定、生理试验、胚胎学研究、营养饮料的分析、保持健康群体以及淘汰污染动物等工作，都要使用实验动物。特别是在畜禽传染病的研究工作中，常急需要有合格的实验动物进行实验。【6】 数据。 2.5国防和军事科学方面 各种武器杀伤效果，化学、辐射、细菌、激光武器的效果和防护，以及在宇宙、航天科学试验中，实验动物都作为人类的替身而取得有价值的科学【7】 （一）影响动物实验结果的因素