文档库 最新最全的文档下载
当前位置:文档库 › em大鼠离体胸主动脉血管环实验方法介绍

em大鼠离体胸主动脉血管环实验方法介绍

em大鼠离体胸主动脉血管环实验方法介绍
em大鼠离体胸主动脉血管环实验方法介绍

离体大鼠胸主动脉环实验

目的:

观察药物对大鼠离体胸主动脉血管环收缩活动的影响;

动物:

健康的SD大鼠,雄性,体重250~280克

药品与试剂:

20%氨基甲酸乙酯,3mo1氯化钾,10-5mo1/L维拉帕米,0.1%苯肾上腺素,1%酚妥拉明,Krebs液,95%O2+5%CO2混合气体

器材:

HV-4/SV-4离体组织器官恒温灌流装置,超级恒温水浴,温度计,5g张力换能器,BL-420生物信号采集系统,手术剪刀,眼科剪,眼科镊,培养皿,烧杯,100μl、1m1移液器,棉线;

方法:

1.BL-420生物信号采集系统参数设置:

T:DC , F:10Hz ,采样率:100Hz, 扫描速度:25s/div,放大倍数200~500。

2.标本制备

(1)大鼠用20%氨基甲酸乙酯按1g/kg体重腹腔注射麻醉,剪开胸腔,迅速取出心脏及胸主动脉放入盛有4℃的混合气体饱和的Krebs营养液的培养皿中,连续用混合气体充气。

分离出主动脉,将血管内的残存血液冲洗干净,小心剥去外围的结缔组织,将主动脉弓以下的胸主动脉剪成4mm长的动脉环数段备用。

(2)需要保存内皮的血管,动作应轻柔。如需无内皮的血管环,可用棉签或牙签将血管内皮轻轻檫去。

(3)将不锈钢三角钩轻轻穿入血管环,并将另一的三角形不锈钢挂钩也轻轻穿入,通过挂钩悬挂于浴管内,下方固定于固定钩上,上方以一细钢丝挂钩连于张力换能器,通入混合气体,调节通气量至一个一个小气泡逸出为(如下图示)。浴槽内温度应保持37±0.5℃。

图1 离体主动脉血管环孵育测量方式图示

4)血管环的初始张力前15分钟调为1g,15分钟后调至2g,并以此张力平衡60分钟。每隔15分钟换液一次。

5)用终浓度60mmol KCL收缩血管环,作用15 min诱导血管环收缩,激发舒缩活性,待收缩稳定后用预热的Krebs洗脱,反复冲洗直至张力恢复到初始值为止;重复加入同一浓度KCL,连续3次,用Krebs液反复脱洗标本观察收缩曲线波形使其张力信号回复初始值。6)稳定30 min后进行后续实验,记录血管环张力变化数值。张力变化以血管环收缩幅度变化相对值的百分比(%)来表示。

血管生成实验步骤实验方法完善版

无论原发性肿瘤还就是继发性肿瘤,一旦生长直径超过1~2 mm,都会有血管生成。这就是由于肿瘤细胞自身可分泌多种生长因子,诱导血管生成。多数恶性肿瘤的血管生成密集且生长迅速。因此,血管生成在肿瘤的发展转移过程中起到重要作用,抑制这一过程将能明显阻止肿瘤组织的发展与扩散转移。于就是体外的血管生成实验就能很好的模拟肿瘤的血管发生过程,并且适合研究药物对这一过程的影响实验。 图一血管生成镜检图 一、实验材料与实验方法 1、实验材料 2、实验方法: 2、1实验流程介绍

图二实验流程图 (提前将Matrigel融化,铺于ibidi血管生成载玻片的下孔中,待胶凝后,将细胞悬液加入血管生成载玻片上孔中,成管后使用显微镜观察。) 2、2耗材结构介绍 图三血管生成载玻片纵截面示意图 (Matrigel铺在下孔,细胞铺在Matrigel上,上孔充满培养基) 2、3数据分析流程介绍

图四实验结果收集与分析流程图 (在特定的时间点采集图片,并且进行图像分析(Wimasis全自动分析)测量小管长度,成环数,细胞覆盖面积与结点。之后在对测量结果进行统计分析以说明实验结果。) 一、实验步骤 1、准备基质胶 1、实验前一天将Matrigel置于冰盒中,放入4。C冰箱,使胶能过夜缓慢融化。(注意:同样要准备一些4。C预冷的枪头用于吸取Matrigel) 2、开始实验前,将Matrigel始终保持放在冰盒中。 3、打开灭菌包装,取出ibidi血管生成载玻片。 4、每孔中加入10μl Matrigel。注意枪头要垂直于内孔的正上方加入Matrigel,防止有Matrigel流经上孔而留下残留胶。 由于Matrigel流动性不强,并且有可能移液枪不准确,有可能打入10μl的胶,却不能填满血管生成载玻片的下孔——这样,必然会影响到实验的成像结果。

小鼠、大鼠采血法介绍

小鼠、大鼠采血法 1.剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~0.5ml。 2.鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8~1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血 鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml;大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血 先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血

实验动物采血指南汇总

实验动物采血指南 采血方法的选择,决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。采血时要注意:⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~

0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8~1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml;大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉,仰卧固定在手术架上,从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液,防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织,夹住动脉近心端,用尖头手术剪刀,剪断动脉,使血液喷入盛器。 8.股动(静)脉采血先由助手握住动物,采血者左手拉直动物下肢,使静脉充盈。或者以搏动为指标,右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml,大鼠约0.4-0.6ml。 (二)豚鼠采血法 1.耳缘剪口采血将耳消毒后,用锐器(刀或刀片)割破耳缘,在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液,阻止血凝,则血可自切口自动流出,进入盛器。操作时,使耳充血效果较好。此法能采血0.5ml左右。 2.心脏采血取血前应探明心脏搏动最强部位,通常在胸骨左缘的正中,选心跳最显的部位作穿刺。针头宜稍细长些,以免发生手术后穿刺孔出血,其操作手法详见兔心脏采血。因豚鼠身体较小,一般可不必将动物固定在解剖台上,而可由助手握住前后肢进行采血即可。成年豚鼠每周采血应不超过10ml为宜。 3.肌动脉采血将动脉仰位固定在手术台上,剪去腹股沟区的毛,麻醉后,局部用碘酒消毒。切开长约2-3cm的皮肤,使股动脉暴露及分离。然后,用镊子提起股动脉,远端结扎,近端用止血钳夹住,在动脉中央剪一小孔,用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入,放开止血钳,血液即导管口流出。一次可采血10-20ml。 4.背中足静脉取血助手固定动物,将其右或左右膝关节伸直提到术者面前。术者将

em大鼠离体胸主动脉血管环实验方法介绍

离体大鼠胸主动脉环实验 目的: 观察药物对大鼠离体胸主动脉血管环收缩活动的影响; 动物: 健康的SD大鼠,雄性,体重250~280克 药品与试剂: 20%氨基甲酸乙酯,3mo1氯化钾,10-5mo1/L维拉帕米,0.1%苯肾上腺素,1%酚妥拉明,Krebs液,95%O2+5%CO2混合气体 器材: HV-4/SV-4离体组织器官恒温灌流装置,超级恒温水浴,温度计,5g张力换能器,BL-420生物信号采集系统,手术剪刀,眼科剪,眼科镊,培养皿,烧杯,100μl、1m1移液器,棉线; 方法: 1.BL-420生物信号采集系统参数设置: T:DC , F:10Hz ,采样率:100Hz, 扫描速度:25s/div,放大倍数200~500。 2.标本制备 (1)大鼠用20%氨基甲酸乙酯按1g/kg体重腹腔注射麻醉,剪开胸腔,迅速取出心脏及胸主动脉放入盛有4℃的混合气体饱和的Krebs营养液的培养皿中,连续用混合气体充气。 分离出主动脉,将血管内的残存血液冲洗干净,小心剥去外围的结缔组织,将主动脉弓以下的胸主动脉剪成4mm长的动脉环数段备用。 (2)需要保存内皮的血管,动作应轻柔。如需无内皮的血管环,可用棉签或牙签将血管内皮轻轻檫去。 (3)将不锈钢三角钩轻轻穿入血管环,并将另一的三角形不锈钢挂钩也轻轻穿入,通过挂钩悬挂于浴管内,下方固定于固定钩上,上方以一细钢丝挂钩连于张力换能器,通入混合气体,调节通气量至一个一个小气泡逸出为(如下图示)。浴槽内温度应保持37±0.5℃。

图1 离体主动脉血管环孵育测量方式图示 4)血管环的初始张力前15分钟调为1g,15分钟后调至2g,并以此张力平衡60分钟。每隔15分钟换液一次。 5)用终浓度60mmol KCL收缩血管环,作用15 min诱导血管环收缩,激发舒缩活性,待收缩稳定后用预热的Krebs洗脱,反复冲洗直至张力恢复到初始值为止;重复加入同一浓度KCL,连续3次,用Krebs液反复脱洗标本观察收缩曲线波形使其张力信号回复初始值。6)稳定30 min后进行后续实验,记录血管环张力变化数值。张力变化以血管环收缩幅度变化相对值的百分比(%)来表示。

实验大鼠取材方案

实验大鼠取材方案 [取材内容] 1.取大鼠静脉血,分离血浆、血清,-80℃保存。 2.取大鼠门静脉血,分离血清,-80℃保存。 3.取大鼠甲状腺组织,制备甲状腺电镜观察标本,其余组织液氮冰冻保存备用。 4.取大鼠胸腺组织,制备胸腺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织液氮冰冻 保存备用。 5.取大鼠肺组织,制备肺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装液氮冰冻 保存备用。 6.取大鼠肝脏组织,制备肝脏组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 7.取大鼠胰腺组织,制备胰腺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 8.取大鼠肠系膜淋巴结组织,制备肠系膜淋巴结免疫组化观察标本,其余组织液氮冰冻保 存。 9.取大鼠胃部组织,制备胃粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装液 氮冰冻保存备用。 10.取大鼠空肠组织,制备肠道粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装 液氮冰冻保存备用。 11.取大鼠回肠组织,制备肠道粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,其余组织分装 液氮冰冻保存备用。 12.取大鼠肾组织,制备左肾组织电镜观察标本、免疫组化观察标本,右肾组织液氮冰冻保 存备用。 13.取大鼠肾上腺组织,左侧制备肾上腺组织免疫组化观察标本,右侧肾上腺液氮冰冻保存 备用。 14.取大鼠睾丸组织,左侧制备电镜观察标本、免疫组化观察标本,右侧睾丸液氮冰冻保存 备有。 [试剂及药品] 戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3%戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4%戊二醛、肝素钠、器械液(器械清洗消毒液) [器材] 备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离心管(5ml、

肿瘤细胞诱导血管生成模型具体步骤及详细说明

肿瘤细胞诱导血管生成模型具体步骤及详细说明 肿瘤血管生成是指肿瘤微环境诱导的在原有血管基础上生成以毛细血管为主的血管系统,并在肿瘤组织内建立血液循环的过程。肿瘤血管生成与肿瘤微环境密切相关,受多种促血管生成因子和(或)血管生成抑制因子的调节。 1、鸡胚准备和接种组织:选择北京白鸡种蛋,洗净,用l:1000苯扎溴铵(新洁尔灭)液浸泡3分钟,置37.8土0.5℃培养箱中孵育。鸡胚发育第7天,蛋壳消毒后,标记制作2cmX3cm左右观察窗。接种组织视研究目的而定,一定要在接种当日取材,充分清洗除去血污和粘液,再剪成1——2mm 组织小块。 2、组织接种:在制备鸡胚观察窗的次日,即鸡胚发育第8天进行组织接种。每个鸡胚可接种5—7个组织小块于接种部位CAM表面,再用透明胶纸封好,继续孵育。 3、接种组织的收获与观察:组织接种后每12小时观察一次,到组织接种第11天(鸡胚发育第18天)收获接种组织,取出鸡胚,置接种组织连同周围的CAM于解剖显微镜下观察,并用10%甲醛固定保存,部分组织可作石蜡切片,用作血管生成研究的免疫组化染色等。 4、CAM的血管生成表现:组织接种24小时后,CAM血管开始向接种组织生长,随培养时间的延长,血管数目及直径均明显增加;第2天,新细小血管直接趋向组织;第3天,新生血管形成以接种组织为中心,10——20条放射状

血管网;尔后,CAM血管继续明显增加。非接种部位与接种部位比较,CAM 血管数目少,大血管与小血管呈脉样均匀分布;而接种部位的CAM血管在接种组织周围弥散样增加,以组织为中心向周围呈放射状分布,在首先与组织发生联系的区域CAM血管更多。第4天,可见新生细小CAM血管生长形成中、粗血管,并在中、粗血管继续分支出细小血管,形成新的血管网。CAM血管管腔结构清晰,可区别动、静脉。 注意事项 该类体外实验研究,有很多人为因素影响,不能代表体内生理反应,因为内皮细胞在生长因子存在的条件下培养了很长一段时间,已被激活。因此,有必要建立一类与体内生理反应有关的血管生成实验方法,尤其是与人类血管生成有关的血管生成实验。 CAM血管生成模型用于血管生成的研究,可取得两方面结果: ①检测评价接种物刺激CAM血管增生的血管生成作用,用于分析研究血管生成促进因子、抑制因子的活性和作用的检测,如肿瘤血管生成的研究等; ②对接种物,如肿瘤组织、自身的血管生成进行研究,用于分析不同组织的血管生成活性和作用,如肿瘤组织有引发新生血管生成的作用。

大鼠取材方案

实验大鼠取材方案 [取材内容] 1. 取大歸脉血分离血衆血清-80 C保存。 2. 取大鼠门静脉血分离血清-80 C保存。 3. 取大鼠甲状腺组织.制备甲状腺电镜观察标本其余组织液氮冰冻保存备用〃 4. 取大鼠胸腺组织制备胸腺组织电镜观察标本、免疫组化孵标本其余组织液氮冰冻保存备用。 5. 取大鼠肺组织制备肺组织电镜观察标本,免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰搽 保存备用。 6. 取大鼠肝脏组级制备肝脏组织电镜观察标本、免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰冻保存备用。 7. 取大鼠觴组级制备康腺组织电镜观察标芯免疫组化观察标本其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 8. 取大鼠肠系膜淋巴结组织制备肠系膜淋巴结免疫组化观察标本其余组织液氮冰冻保存。 9. 取鳩胃部组级制备胃粘膜组织电飙察标本免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰冻保存备用。 10. 取大鼠空肠组级制备肠道粘膜组级电镜观察标本■免疫组化观集标本其余组级分装

液氮冰冻保存备用。 11. 取大鼠回肠组织制备肠道粘膜组织电镜观舉标技免疫组化观察标本其余组 织分装 液氮冰冻保存备用。 12. 取大關组织制备左肾组级电镜观察标本、免疫组化观察标本右肾组织液氮 冰探保 存备用。 13. 取大嵐肾上腺组织左侧制备肾上腺组级免疫组化观察标本右侧肾上腺液氮冰冻保 存 备用。 14. 取大鼠睾丸组级左侧制备电镜观察标本、免疫组化观察标本右侧睾丸液氮冰冻保存 备有。 [试剂及药品] 戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、 3 应二醛 磷酸 盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或 4 戍二肚肝素撤m器械清洗消毒液 [器材] 备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、 眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、1.5ml 、冻存氤肝麹真空采血管、微量移液議高速敲杠注射器10ml、5ml、

大鼠取血方法

大鼠取血方法 1. 割(剪)尾采血:当所需血量很少时采用本法。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取 血0.1ml,大鼠0.3?0.5ml。 1.4見尖采血才法 将大杖囲進好?阳50乜左右SL水根池城部妁2 血骨 充血后?用球消黑、擦干BU匕用消澎手术旳的去尾尖3 ■ 10 mi叭魅后从用根那向尼尖檢忙血fl朋尖流岀。此法町采L5 -2 mL 2. 鼠尾刺血法:大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出,一次可采集10?50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端 穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。 3. 眼眶静脉丛采血:体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。 将天M冊建庄实验台边Sfir左手抓囂大區拥那皮肤囿定头 部,井轻轻向下压迫用導先稚备好的io 号舍JM甘头顶蝎(怦尖斛閒朝内人垂氏插人内就并向眼底方向转动以便切开押体丛「血敕便会连缨不斷地溝人采血用此法大约可取?-3 取血宪毕?立刻用脱册郴压迫也 环境材料 0.9mm x 100mm,背牛人习櫃便用丫 经常骨—断.30mm晴、弁去屮阀段= EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U/mgJ 0J mL-均匀涧湿? 50P减下I輻 适帀1mL伞血的抗甌效果肛人 取血则感须熒I R J衿住骨的质昂.杯号井汕. 邀当劣备. 1 Mi ■. ■■ iV ■■■. >■ -K> ■宽敬台曲*輕了F组多步驟同时操作] | ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴 L9tt?EP &J

血管生成实验步骤-实验方法完善版

无论原发性肿瘤还是继发性肿瘤,一旦生长直径超过1~2 mm,都会有血管生成。这是由于肿瘤细胞自身可分泌多种生长因子,诱导血管生成。多数恶性肿瘤的血管生成密集且生长迅速。因此,血管生成在肿瘤的发展转移过程中起到重要作用,抑制这一过程将能明显阻止肿瘤组织的发展和扩散转移。于是体外的血管生成实验就能很好的模拟肿瘤的血管发生过程,并且适合研究药物对这一过程的影响实验。 图一血管生成镜检图

一.实验材料和实验方法 1.实验材料 2.实验方法: 2.1实验流程介绍 图二实验流程图 (提前将Matrigel融化,铺于ibidi血管生成载玻片的下孔中,待胶凝后,将细胞悬液加入血管生成载玻片上孔中,成管后使用显微镜观察。)

2.2耗材结构介绍 图三血管生成载玻片纵截面示意图 (Matrigel铺在下孔,细胞铺在Matrigel上,上孔充满培养基)2.3数据分析流程介绍 图四实验结果收集和分析流程图 (在特定的时间点采集图片,并且进行图像分析(Wimasis全自

动分析)测量小管长度,成环数,细胞覆盖面积和结点。之后在对测量结果进行统计分析以说明实验结果。) 一.实验步骤 1、准备基质胶 1.实验前一天将Matrigel置于冰盒中,放入4。C冰箱,使胶能过夜缓慢融化。(注意:同样要准备一些4。C预冷的枪头用于吸取Matrigel) 2.开始实验前,将Matrigel始终保持放在冰盒中。 3.打开灭菌包装,取出ibidi血管生成载玻片。 4.每孔中加入10μl Matrigel。注意枪头要垂直于内孔的正上方加入Matrigel,防止有Matrigel流经上孔而留下残留胶。 由于Matrigel流动性不强,并且有可能移液枪不准确,有可能打入10μl的胶,却不能填满血管生成载玻片的下孔——这样,必然会

小鼠取血方法

1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8~1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml;大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉,仰卧固定在手术架上,从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液,防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织,夹住动脉近心端,用尖头手术剪刀,剪断动脉,使血液喷入盛器。 8.股动(静)脉采血先由助手握住动物,采血者左手拉直动物下肢,使静脉充盈。或者以搏动为指标,右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml,大鼠约0.4-0.6ml。

创新性实验项目申报书B班组

项目编号: 浙江大学医学本科生创新性实验设计 申报书 项目名称:天麻多糖对离体大鼠胸主动脉地血管舒张作 用及其机制 主持人:孙哲思 团队成员:陈美园、龚潇晨 所在年级专业:临床医学二系09 所在实验班:09级生理学实验2B班 指导教师:王会平 联系电话: 电子邮箱: 填报日期:2018.3.19 浙江大学基础医学系 二○一一年一月制 一、项目成员情况简表

二、立项依据<项目地意义、研究现状、原创点、可行性分析、预期结果、工作基础)

项目地意义:现代很多治疗高血压地药物西药合成地占了很大比例,中药当中也存在不少有治疗高血压功效地药物,天麻就是其中之一.本项目通过研究天麻提取物——天麻多糖地降血压作用及其机制,为中药提取降血压药物提供依据. 研究现状:研究人员对天麻地水煎剂和其提取物天麻多糖都有研究,研究发现:天麻钩藤饮可以提高血清游离钙离子浓度.天麻钩藤饮有明显地阻滞血管平滑肌细胞L型钙离子通道地作用,这可能是其降压作用机制之一.【1】天麻水煎剂对主动脉地舒张作用是内皮依赖性地,并与内皮释放地NO有关。也与平滑肌细胞膜上地受体依赖性Ca2+通道和电压依赖性Ca2+通道有关.【2】天麻多糖对RHR大鼠具有良好地降压作用,其作用机制与促进内源性舒血管物质地生成及抑制内源性缩血管物质地释放,最终恢复二者拮抗效应地平衡有关.【3】 原创点:已有不少研究证实了天麻地确具有降血压和舒张血管地作用,但是有些研究只是针对整个药剂地作用机制,并非特定成分;有些则在活体RHR大鼠上通过检测内源性舒血管物质和缩血管物质含量地方法研究提取物天麻多糖地作用【3】.但缺乏对提取物天麻多糖内皮和平滑肌作用机制地深入研究. 本研究将在离体大鼠主动脉血管上用天麻多糖进行实验,首先研究其内皮依赖性,其次在内皮存在地条件下通过多种内皮舒血管物质阻断剂地预处理,观察主动脉血管是否还会发生舒张;再次研究在除去内皮地情况下,天麻多糖是否引起平滑肌地舒张,若能,则研究其作用机制与K+通道还是与Ca2+通道有关.从而确定是否天麻多糖就是天麻降血压地主要作用成分,并研究其机制. 可行性分析:1、已经有不少针对天麻及其提取物地药用研究显示了天麻地确存在降血压和舒张血管地作用;2、生理科学实验室具备实验所需地实验仪器,数据采集仪器,实验试剂,人员; 3、药学院可以为本实验提供天麻地提取物——天麻多糖,或者通过购买. 预期结果: 1、天麻多糖对血管环静息张力无明显影响,但不同剂量地天麻可使苯肾上腺素预收缩血 管产生明显舒张.去除血管内皮、10-4mol/L左旋硝基精氨酸(L-NNA,NO合酶抑制剂> 或10-5 mol/L甲烯蓝(MB,鸟苷酸环化酶抑制剂>可减弱天麻地舒张作用,但吲哚美辛 (环氧酶抑制剂>和普萘洛尔(β肾上腺素能受体阻断剂>无影响. 2、另外,在去内皮条件下,对无钙液预孵血管环实验,随着天麻多糖浓度增加,明显抑制 CaCl2引起地血管收缩.钾通道抑制剂不能阻断天麻多糖地血管舒张作用. 工作基础:通过完成生理学《实验15 药物对离体豚鼠回肠地作用》一实验,我们已经掌握了维持离体大鼠主动脉生理特征,滴加试剂以及测量主动脉张力地方法,同时实验室也能为实验提供所需地左旋硝基精氨酸(L-NNA,NO合酶抑制剂>、甲烯蓝(MB,鸟苷酸环化酶抑制剂>、吲哚美辛(环氧酶抑制剂>、普萘洛尔(β肾上腺素能受体阻断剂>和钾通道抑制剂.

血管生成(Angiogenesis)信号通路图

本实验技术来源于SciMall科学在线 血管生成(Angiogenesis)信号通路图 血管生成是通过人体中存在的诸多互补和复杂的信号途径调节的.血管内皮生长因子(VEGF)-血管内皮生长因子受体(VEGFR)、血管生成素(Ang)-Tie2轴和Dll4-Notch这3个复杂的、相辅相成的信号传导通路可在调节血管生成中发挥重要作用. VEGF与内皮细胞上的两种受体KDR和Flt-1高亲和力结合后,直接刺激血管内皮细胞增殖,并诱导其迁移和形成官腔样结构;同时还可增加微血管通透性,引起血浆蛋白(主要是纤维蛋白原)外渗,并通过诱导间质产生而促进体内新生血管生成。VEGF在血管发生和形成过程中起着中枢性的调控作用,是关键的血管形成刺激因子。碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)。TNF-α是一类具有血管活性的细胞因子,可诱导异位子宫内膜炎性细胞因子MCP-1,IL-6和IL-8等的释放,促进异位内膜及基质细胞增殖及炎性细胞浸润,新生血管形成,组织粘连,从而形成异位病灶。 (来源:Scimall科学在线) 本信号转导涉及的信号分子主要包括: HIF1α,PHDs,HIF1β,PI3K,Akt,mTOR,S6K,4E-BP1,eIF4E1,elF4E1,Ras,MEK1,MEK2,Erk1,Erk2,MNK,CBP,P300,TCEB1,TCEB2,Rbx1,Cul2,VHL,MMP,Cox2,PAI-1,VEGF,PDGFR-β,VEGFR2,Tie2,FGFR,IGFR,TGFα-R,SLIT,ROBO,Src,FAK,p38,MAPK,Smad2,Smad3,PLCγ,NOS等。 点击图中信号分子,自动寻找相关试剂

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南 凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。采血时要注意:⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 1.取少量血 a.尾静脉大鼠、小鼠 b.耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 c.眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 c.舌下静脉兔 d.腹壁静脉青蛙、蟾蜍 e.冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅 2.取中量血 a.后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫 b.前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫 c.耳中央动脉兔 d.颈静脉狗、猫、兔 e.心脏豚鼠、大鼠、小鼠 f.断头大鼠、小鼠 g.翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅 h.颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅 3.取大量血 a.股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔 b.心脏狗、猴、猫、兔 c.颈静脉马、牛、山羊、绵羊 d.摘眼球大鼠、小鼠

采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小鼠0.2 0.3 大鼠 1 2 豚鼠 5 10 兔10 40 狼狗100 500 猎狗50 200 猴15 60 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃ 左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml,大鼠 0.3~0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦 拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手 套),应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。 左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血 0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿 势。右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8~1.2ml; 大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。 若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。 小鼠约0.5-0.6ml;大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注 射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉,仰卧固定在手术架上,从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清 楚暴露。用注射器吸出血液,防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织,夹住动脉近心端,用尖头手术

大鼠和小鼠的采血方法

大鼠和小鼠的采血方法(最全) 这里主要介绍几种大小鼠的采血方法,以帮助试验中需要用到相关技术的人员。 1)尾尖取血: 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在 45 C温水中浸泡数分钟,也可用二甲苯等化学药物涂擦,使局新血管 扩张。将鼠尾擦干,剪去尾尖,血自尾尖流出,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间,多次采取鼠尾尖部血液,每次采血时,将鼠尾剪去很小一段,取血后,先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2?0.3ml血,切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查。 (2)眼眶后静脉丛取血: 当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm ,大鼠4?5mm。当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后,拨出毛细管。若手法恰当,小鼠约可采血0.2?0.3ml,大鼠约可采血0.4?

0.6ml。 (3)断头取血: 当需要较大量的血液,而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物,使其头略向下倾,右手持剪刀猛力剪掉鼠头,让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8?1.0ml,大鼠可采用5?8ml。 (4)眶动脉和眶静脉取血: 此法既能采取较大量的血液,又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象,现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后,以弯头眼科镊迅速钳取眼球,并将鼠倒置,头向下,眼眶内很快流出血液,让血液滴入盛器,直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死,心脏不断在跳动,因此取血量比断头法多,一般可取鼠体重4?5 %的血液量,是一种较好的取血方法。 (5)心脏取血: 动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4?5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺; 要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命 时,也可麻*醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。(6)大血管取血:

HV-4离体组织器官恒温灌流系统说明书

HV-4离体组织器官恒温灌流系统 用户手册 支持刺激输出功能 适用于较大血管环,血管环内径不小于0.8mm; 可同时对四个不同样本的血管环进行对比实验; 微分筒调节精度可达0.01mm; 通过微分筒调节可对传感器精确加载前负荷; 完善的预热系统,充分保证恒温环境 。。。 。。。

尊敬的泰盟用户: 欢迎您选择、使用泰盟产品。 成都泰盟科技有限公司致力于不断研发、改进产品的功能,提高服务质量。为了方便您使用,请仔细阅读说明书,并按照说明书的步骤操作。自始至终,泰盟的“星级服务”将伴随着您,使用时无论有什么问题,请与我公司联系,我们时刻恭候为您服务。 由于产品的改进,您所购买的泰盟产品可能与说明书中介绍不完全一致,谨此致歉。 本手册内容的解释权归成都泰盟科技有限公司,用户因违反本手册中的安全注意及使用说明事项而导致的事故,本公司不承担任何责任。 ?使用前请仔细阅读本手册 ?请妥善保存 以备参阅 ?产品外观、颜色见实物

目录 使用入门

HV-4离体组织恒温器官灌流系统是成都泰盟科技有限公司针对当前医学院校及科研机构的药理实验自主研发的实验系统之一,包括恒温、恒压灌流和供气三个部分。HV-4离体组织恒温器官灌流系统用于血管环、肌条张力测量的实验装置。它提供带氧气输入的数控恒温环境,从而保证离体组织器官的生理活 性,使相关实验顺利进行。适合用于血管、平滑肌、心肌、冠状动脉、大肠等组织器官的生理学以及药理学研究。 适用于较大血管环,血管环内径不小于0.8mm ; 可同时对四个不同样本的血管环进行对比实验; 组织固定调节器设计科学,操作方便; 通过顶端固定调节器的微分筒调节(精度0.01mm ),可对传感器精确加载前负荷; 支持刺激输出功能; 完善的预热系统,充分保证恒温环境; 营养液中央控制,可按需求分别供给4个恒温浴槽; 血管环下端固定挂钩与供氧管采用不锈钢一体化设计,科学实用; 调节精细、使用方便、设计科学、美观的新型恒温组织浴槽; 实验玻璃罐通过恒温水浴提供恒温条件,进出口温差≤0.5°; 中央可调供氧装置,确保各实验环境得到需要的氧气浓度。 概述 图1 HV-4离体组织恒温器官灌流系统图示 产品特点

血管生成实验模型研究进展

血管生成实验模型研究进展 吴家明1 ,陆 茵 1,2 ,郜 明1,张伟伟 1 (1.南京中医药大学中医药研究院,江苏南京 210029;2.江苏省方剂研究重点实验室,江苏南京 210029) 收稿日期:2007-09-21,修回日期:2007-11-01 基金项目:国家自然科学基金资助项目(No 30371727,30772766);江 苏省自然科学基金资助项目(No BK2003113) 作者简介:吴家明(1980-),男,硕士生,研究方向:肿瘤血管生成与 抗肿瘤转移研究,E 2mail:nj w ujia m ing@https://www.wendangku.net/doc/3f18331190.html,; 陆 茵(1963-),女,教授,博士生导师,研究方向:肿瘤血管生成与抗肿瘤转移研究,通讯作者,Tel:0252 86798154,E 2mail:luyingreen@https://www.wendangku.net/doc/3f18331190.html, 中国图书分类号:R 205;R 332;R 3632332;R 36413 文献标识码:A 文章编号:1001-1978(2008)01-0011-04摘要:抗血管生成已经成为治疗肿瘤转移、糖尿病视网膜病变、风湿性关节炎等疾病的重要策略之一。血管生成模型作为一种研究工具在探讨血管形成机制、发现促进或抑制血管生成药物等研究中发挥十分积极的作用。如何寻找适合的血管生成模型是研究人员在研究中常遇到的问题。该文就主要常用模型做较全面的介绍,并对其优缺点进行评价。关键词:血管生成;模型 血管生成(angi ogenesis )是指在原有的毛细血管和(或)微静脉基础上通过血管内皮细胞的迁移和增殖,从已存在的血管处以芽生或非芽生(套迭)形式形成新的、以毛细血管为主的血管系统过程 [1] 。血管生成是许多促进或抑制血管 生成的分子参与调节的一个平衡过程[2]。血管生成过多与肿瘤、糖尿病性视网膜病变等疾病有关[3],抑制血管生成已经成为治疗这些疾病的重要策略。因此寻找血管生成抑制剂成为研究热点。血管生成研究需借助血管生成模型进行,血管形成的许多过程都可以在血管生成模型中模拟完成,包括内皮细胞增殖、迁移、毛细血管网状结构的形成等。本文就常用体内、体外及整体模型进行综述。 1 体外模型 体外模型主要分为细胞水平及组织学水平两类,常用的体外模型有以下4种。 1.1 内皮细胞增殖实验(cell proli fera ti on a ss ay) 内皮细 胞活化增殖是血管生成的起始阶段。目前主要有两种测定细胞增殖的方法即净细胞数测定和细胞周期分析。 1.1.1 净细胞数测定 M TT 法(四甲基偶氮唑比色法)是 测定活细胞数的化学定量方法,操作简便,价格低廉。但它不适合测定对细胞代谢有影响的药物,因为这类药物能影响 MTT 测定的活细胞数。另外通过胸腺嘧啶核苷参入法测定DNA 合成来测定细胞增殖能力。抑制细胞增殖可能是由于 药物的抑制作用,也可能是药物的毒性作用引起。因此,这种方法常需要结合细胞凋亡实验的数据才可以更好地评价药物对细胞增殖的影响。 1.1.2 细胞周期分析 近年来有报道通过细胞周期分析来 评价药物对细胞增殖的影响,细胞短时间暴露到溴脱氧尿苷 (B rd U )中可以促使B rdU 参入细胞DNA 中。碘化丙啶(P I ) 染色后测定细胞的总DNA 量,再用荧光激活细胞分析仪测定细胞中B rd U 和P I 的量可得出细胞周期信息[4]。但实验用的内皮细胞处于增殖状态,与体内静止状态的内皮细胞是不同的,实验结果与体内还是存在一定差异。 1.2 内皮细胞迁移实验(cell m i gra ti on a ss ay) 常用迁移 模型有两种:①细胞损伤模型:在培养血管内皮细胞的培养皿上用刀片划出#形区,经P BS 洗涤后再用含011%明胶的 ME M 培养20h,细胞用甲醇固定,Gie m sa 染色。在光镜下计 数从损伤边缘迁移出的细胞数,需要注意的是划出的损伤区域一定要精确。②Boyden 室模型,Boyden 室由两层组成,两层之间为胶原包被的多孔的多聚碳酸盐滤膜;血管内皮细胞放于上层,同时加入待测药物,共同培养6h 后,除去上层的细胞,下层细胞用甲醇固定,HE 染色,光镜下计算下层的血管内皮细胞数。龙淼云等[5]采用本模型研究证明了血管生成抑制因子arresten 对huvec 迁移有抑制作用。Boyden 室模型优点在于它对药物浓度梯度差异很敏感。但对实验技术要求较高且计数方法不同可能会造成统计结果误差较大。因此有必要建立一个严格的计数标准以减少因方法不同产生的误差。 1.3 小管形成实验(tube for ma ti on a ss ay) 小管形成实验 能模拟人体内毛细血管生成的过程,包括内皮细胞出芽增殖和毛细血管网结构形成等步骤,接近人体内血管生成的实际过程。内皮细胞在基质胶、纤维蛋白胶、胶原等基质上培养时能形成网状结构。用电子显微镜来分析小管间的紧密连接,从而定量血管生成情况[6]。需要指出的是似乎所有的内皮细胞都能在细胞外基质上形成管状结构,有些非内皮细胞也能在基质胶上形成管腔结构[7]。实验一般采用24孔培养板,但它底面积大,Matrigel 用量多,计数区域大只能随机选择几个典型区域且数据分析耗时长。Sanz 等[8]采用384孔和1536孔培养板培养可节约胶的用量,借助计算机可以计算整个孔的小管及小管之间的连接数及小管的长度和面积。改进方法后减少了原来分析困难及重现性差的缺点。 1.4 大鼠动脉环实验(ra t aorti c r i n g a ss ay) 1990年N ic 2osia 等首次将此模型应用于血管生成研究中。取下大鼠主 动脉后,剪成1mm 宽的血管环,再用纤维蛋白胶或胶原蛋白胶包埋,然后以无血清的MC DB131培养液培养。培养过程中每天计算主动脉环产生的新生微血管数并进行定量分析。用不同胶培养的大鼠主动脉环新生血管的生长曲线不同。胶原包埋的主动脉环,培养1wk 时血管数达到顶峰,第 2wk 开始萎缩。用纤维蛋白胶包埋时能使血管数顶峰期维 ? 11?中国药理学通报 Chinese Phar m acological B ulletin 2008Jan;24(1):11~4

相关文档