医学实验动物学06第九章 动物实验的基本技术和方法

实验动物学实验报告

实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两

医学实验动物学教程动物实验基本操作技术

第第九九章章 动动 物物实实验验基基本本操操作作技技术术动物实验是医学研究的基本手段,是药物安全性评价的必经途径三娴熟的动物实验操作技术和技巧,是顺利完成动物实验并取得准确二可靠的结果和较好的反应重复性的保证三对实验动物饲养管理人员和兽医技术人员来说,动物不会讲话,不领人情,具有自卫本能,随时准备攻击兽医及其他工作人员,更不会自动地服药和接受必要的检查和治疗,这无疑给平时的饲养管理和兽医治疗工作增添不少麻烦三所以无论是饲养人员还是动物实验人员都必须熟练掌握常规的和一些特殊的实验动物学技术,才能科学合理地养好实验动物,规范熟练地开展动物实验,有效地对患病动物进行检查二诊断和治疗三同时也不会造成动物的应激反应或伤害,也不致给饲养管理和动物实验技术人员自身造成意外的伤害三 第一节 实验动物的抓取与固定 一二大二小鼠的抓取固定法 1. 小鼠的抓取固定方法先用右手抓取鼠尾并提起(图91),置于鼠盒的笼盖或实验台上向后拉,在它向前爬时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,用左手小指钩起鼠尾,中指和无名指抵 住其背部即可,适宜作灌胃,皮下二肌肉二腹腔注射等实验操作(图92)三 图91 大、小鼠尾部抓取 图92 小鼠抓取固定 2.大鼠的抓取固定方法基本上与抓取小鼠相同,轻轻抓住鼠尾根部,将大鼠提起置于鼠盒笼盖上,迅速用左手

拇指和食指捏住鼠耳后下方,固定其头部,不让其转动,余下二指紧捏鼠背皮肤,置于左掌心,右手即可进行腹腔二肌肉二皮下注射与灌胃或其他实验操作三注意不要用袭击方法抓取大鼠,否则易被咬伤三进行解剖手术和心脏采血时,可先麻醉动物,取背卧位,再用细绳活结或大头针将鼠前后肢分别固定在板上三进行尾静脉注射或采血时,可用鼠静脉注射架固定,先选择合适固定架,打开鼠筒盖,将鼠尾提起,鼠身放入固定架,露出尾巴,盖好筒盖,即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作三 二二豚鼠的抓取固定法 豚鼠的抓取固定法基本上与大鼠相同,只是由于豚鼠较胆小,易受惊,所以抓取时必须稳二准和迅速三可先用一手迅速抓住鼠背肩胛上方,用力下压固定后,以拇指和食指环握颈部,再用另一只手托住臀部即可三 三二家兔的抓取固定法 抓取家兔一般用右手抓住兔颈部的毛皮,并提起,用左手托其臀部或腹部,让其身体重量大部分集中在左手上三注意不能用手抓双耳或腹部,以免损伤动物三 家兔的固定分为盒式二台式两种三如做兔耳血管注射和兔耳采血,可用盒式固定;如做呼吸二血压测定试验和手术,则可用台式固定三台式固定的方法是将家兔固定在兔台上,四肢用粗棉绳活结绑住,拉直四肢,用绳绑在兔台四周的固定栓上,头用固定夹固定,或用一根粗棉绳兜住兔的切齿,绑在兔台铁柱上三 四二犬的抓取固定法 毕格犬能主动配合实验人员,抓取时动作要温柔,一般不会攻击人三抓取杂种狗时,为了防止其咬人,最好首先让饲养员帮助绑住狗嘴,或先轻轻抚摸其颈背部皮毛,然后用布带迅速兜住狗的下颌,绕到上颌打一个结,再绕回下颌打第二个结,然后将布带引至头后,颈项部再打两个结,这样就将狗嘴捆绑住了,注意松紧要适宜三如狗过于凶猛,可先用狗头钳夹住其颈部,将狗按倒在地,再扎其嘴三 犬的固定也可先将狗麻醉后,采用头部固定和四肢固定法三头部固定可用圆形铁圈的狗头固定器,铁圈中央有一弓形铁,与螺丝棒相连,下面有一根平直铁闩,操作时,先将狗舌拉出,把狗嘴插入固定的铁圈内,再用平直铁闩横贯于尖牙后部的上下颌之间,然后向下旋转螺丝棒,使弓形铁逐渐下压在狗的下颌骨上,把铁柄固定在实验台的铁柱上即可三四肢固定法与家兔相同三 五二猪的抓取固定法 猪身溜圆,力大,缺少控制部位,猪齿容易伤害固定者,在抓取猪时要注意保护自己三最有效的方法是实验者双手抓住猪的双后肢的小腿部,提起后腿,猪便无法移动,此时助手再用橡皮带固定或注射麻醉剂三猪亦可采用挤压式不锈钢笼固定法三不提倡采用抓猪尾巴来提举后身的方法,因抓猪尾巴易引起猪尖叫,且易滑脱三 六二猴的抓取固定法 一般采用网罩法和挤压式不锈钢笼固定法,后者与犬的方法相似三网罩法是实验人员一

实验动物学试题及答案

《实验动物学》复习题及答案 1、小鼠的给药途径有那些？请演示一下 答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。一手固定动物，另一只手注射给药。 腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。 肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉，如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药 尾静脉注射（iv）：将动物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～50℃温水中。待尾部左右静脉扩张后，左手拉着尾，右手进针 2、请演示一下大鼠、小鼠的捉持、固定及灌胃给药 答：（1）小鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。 （2）大鼠的捉持：大鼠的捉拿时，可戴上手套。实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。 （3）灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 3、大鼠的给药方法有那些？请演示一下常用的给药方法 答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。一手固定动物，另一只手注射给药。 腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。

动物实验报告

实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验

一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。

4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，

实验动物学习题及答案

实验动物学试题及答案 一、填空题 1、实验动物学研究的对象实验动物、动物实验。 2、根据我国实际，实验动物被分为四级，分别是一级为普通动物、二级为清洁动物、三级为SPF动物、四级为无菌动物（包括悉生动物）。国际上公认的标准实验动物是SPF动物，我国公认的标准实验动物是清洁动物。 3、通常称近交系动物为品系，称封闭群动物为品种。 4、实验动物的年龄通常根据体重来判断。 5、裸鼠除全身无毛外，还有裸体和无胸腺，并随年龄增加皮肤变薄，头颈部皮肤皱褶，发育迟缓等特征。 6、药物筛选实验首选动物为小鼠；过敏实验首选动物为豚鼠；发热研究首选动物为家兔；实验外科学首选动物为犬；人类脊髓灰质炎等病的研究最理想的实验动物是非人灵长类动物；做反射弧分析实验常用实验动物是青蛙。 7、实验动物常用给药途径有经口给药、注射给药等。 二、名词解释 1.实验动物：是指经人工饲养、对其携带的微生物、寄生虫实行控制，遗传背景明确或来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、鉴定、及其他科学研究的动物。 2.近交系动物：是指至少经过20以上连续全同胞或亲子交配，品系内所有个体都可追溯到其源于第20代或以后代鼠的一对共同祖先的动物群。 3.杂交优势：杂种一代具有较强的生命力，对疾病的抵抗力强，寿命较长，容易饲养，在很大程度上克服了近交衰退现象的优越性。 4.封闭群动物：不以近交形式进行交配，也不引入任何外来血缘，在封闭条件下交配繁殖，从而保持群体的一般遗传特性，又具有杂合性的一个实验动物种群。我国制定的标准作如下定义：以非近亲交配方式进行繁殖生产的一个实验动物种群，在不从其外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上，称为一个封闭群，或叫远交群。 5.诱发性动物模型：是指使用物理、化学、生物等致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病的功能、代谢或形态性结构方面的病变，即人为地诱发动物产生类似人类疾病的动物模型。 三、问答题

动物实验报告

动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖 三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。 四讨论和结论： 通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。

实验动物学试卷及答案

2013级专业型硕士研究生《医学实验动物学》考查题 姓名学号专业成绩 一、名词解释 1.AEIR “AEIR”是生命科学研究所必需的四个基本条件。“A”即animal（实验动物）“E”系equipment （设备）“I”为information（信息）“R”是reagent（试剂） 2.3R “3R”，即减少（reduction）、代替(replacement)和优化(refinement)原则。 3.SPF动物 无特定病原体动物( specific pathogen free animal, SPF)指在清洁动物的基础上，要求不携带可能干扰实验的特定病原体和寄生虫如绿脓杆菌等。SPF动物的种群来源于无菌动物，饲养于屏障系统中，实施严格的微生物和寄生虫控制。使用SPF动物，在实验中可以安全可靠地排除动物所携带病原体及特定微生物的干扰。SPF动物作为国际公认的标准实验动物，可适用于所有科研实验。该级动物健康，繁殖率高，自然死亡率低。 4.歪头病 肺支原体可引起化脓性鼻炎和慢性肺炎等呼吸系统疾病；有时并发中耳炎、内耳炎引起实验动物“歪头病”，患鼠头斜于患侧转圈走，提起鼠尾使之倒立，患鼠身体迅速旋转。肺支原体感染生殖道可导致死胎和不育。 5.封闭群动物 又称远交群（out bred stock）动物。按国际实验动物科学委员会的定义，是指以非近亲交配方式繁殖生产的一个种群，在不从外部引入新血缘的条件下，至少连续繁殖4代以上的动物。如昆明种小鼠、SD大鼠等。特点：繁殖率高，重复性差。 二、简答题 1.什么是近交系动物？简述近交系动物的特点。 从一个动物群体中选用血缘比较接近的雌雄个体，即有共同祖先的兄妹、母子、父女进行交配，此种近亲交配的方式称为近交。全同胞兄妹之间或亲代与子代之间连续交配繁殖达到20代以上的动物，称为近交系动物。 近交系动物的特点：㈠基因纯合性（homozygosity），㈡遗传组成的同源性（isogenicity），㈢表现型的一致性（uniformity），㈣对外界因素的敏感性（sensitivity），㈤遗传特征的可辩别性（identifiably），㈥遗传组成独特性（individuality），㈦背景资料可查性，㈧国际分布广泛性 2.“DBA/1fLACA/Lac小鼠”中英文字母、符号和数字的涵义是什么？ DBA为小鼠近交系名称，1表示亚系，f表示代乳，LACA为代乳母鼠的品系，Lac代表培

实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作

实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,

动物实验的基本操作技术

动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系

浙江省医学实验动物与动物实验培训班考试试卷和答案(完整版)教学内容

浙江省医学实验动物与动物实验培训班考试试卷和答案（完整） 一、选择题（每题2分，共40分）： 1、《实验动物管理条例》是年经国务院批准，由国家科技部颁布的第2号令，这是我 国政府颁布的一部实验动物管理法规，是全国实验动物工作的法律依据和管理准则。 A、1981年； B、1983 年； C、1986年； D、1988年 2、动物的出现，为分子生物学、特别是人类功能基因组学研究提供了最好的技术平台。 A、转基因； B、无菌和悉生； C、免疫缺陷； D、近交系 3、起源于同一祖先，其下一代个体至少连续经过20代全同胞兄妹交配，品系近交系数达到 98.6%以上的动物是动物。 A、近交系； B、封闭群； C、杂交群； D、重组系 4、除普通动物应排除的病原外，不携带干扰实验和危害动物的病原体的动物是动物。 A、普通级； B、清洁动物； C、无特定病原体； D、无菌 5、在解剖学、血液动力学上，的冠状动脉循环与人类相似；对高胆固醇物质的反应与 人类相似，很容易出现动脉粥祥硬化典型病灶。 A、大鼠； B、猪； C、犬； D、猴 6、C57BL/6J小鼠属于动物。 A、无菌； B、杂交群； C、清洁； D、近交系 7、先天性T淋巴细胞功能缺陷的动物是。 A、裸鼠； B、大鼠； C、新西兰兔； D、Beagle犬 8、最适合筛选抗高血压药物的大鼠是品系。 A、SD； B、Wistar； C、ACI； D、SHR大鼠 9、动物实验时对实验动物的基本要求是。 A、个体间的均一性； B、容易获得； C、遗传的稳定性； D、三者均要求 10、因为患红绿色盲，不能以红绿色作为条件刺激物，进行条件反射实验的动物是。 A、大鼠； B、豚鼠； C、兔； D、犬 11、下列描述错误的是。 A、动物的解剖生理特征和反应随年龄增加而有明显变化； B、一般情况幼年动物比成年动物敏感； C、幼年动物较成年动物反应性稳定； D、年龄与体重成一定的正比关系 12、动物实验适宜的环境湿度为。 A、40％-70％； B、小于40％； C、70％-80％； D、30％-40％ 13、善待动物不仅仅是考虑动物的福利，也是因受虐待的动物。

青蛙解剖实验报告

2012 级应心班《人体解剖生理学》实验内容 一、人体基本组织的观察 （一）实验目的观察并掌握人体四大基本组织的结构特点及功能。 （二）实验材料四大基本组织的永久装片；显微镜 （三）实验要求正确使用显微镜，观察各种组织的基本特征。注：实验前请复习四大基本组织的结构特点和功能。 二、人神经系统的形态观察 （一）实验目的 1. 观察脊髓的形态结，了解脊神经的组成。 2. 观察脑干的的形态结构和脑神经进出脑干的部位，了解脑干中的主要神经核团和纤维束的位置。 3. 观察间脑、小脑和大脑的形态结构，辨认大脑半球的主要沟、回和分叶。 （二）实验材料脊髓模型；脑干模型；人脑模型；脊髓横切片；显微镜 （三）实验要求观察各模型加深对神经系统的认识；正确使用显微镜，观察脊髓横切片。注：实验前请复习神经系统的结构组成和功能。 三、反射弧的分析和脊髓反射的观察 （一）实验目的 1. 通过用脊蛙（去除脑保留脊髓的蛙，成为脊蛙）分析屈肌反射的反射弧的组成部分，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。 2. 观察脊髓的反射活动并研究脊髓反射中枢活动的若干特征。 （二）实验原理 （三）材料与方法 1 材料 1.1 实验动物青蛙 1.2 器材蛙类手术器械 1 套，铁支架，电刺激器，刺激电极，秒表，棉球，纱布，培 养皿 2 个，烧杯 1.3 药品 0.5% 硫酸， 1%硫酸 2 试验方法与步骤 2.1 制备脊髓动物：取青蛙一只，用剪刀横向插入口腔，从鼓膜后缘处剪去颅脑部，保留下颌部分。以棉球压迫创口止血，然后用止血钳夹住下颌，悬挂在铁支架上。 2.2 正常脊髓反射的观察 2.3 搔扒反射：将浸以 0.5%硫酸的小滤纸片一块，贴在青蛙腹部下段的皮肤上，可见四肢向此处搔扒，直到去掉滤纸片为止，之后用清水冲洗皮肤。 2.4 反射时的测定：用培养皿分别盛 0.5%和 1%硫酸溶液，将青蛙左后肢的脚趾尖浸于硫酸溶液中，同时用秒表记录从浸入时起到发生屈腿发射所需的时间，即反射时。观察后立即将该足趾浸入清水中浸洗几次，然后用纱布拭干。按上法重复三次，求其平均值，此值即为反射时。 2.5 将两对电极连接到刺激器 2.6 反射弧的分析 2.6.1 剥去左肢皮肤：在左侧后肢趾关节上方，将皮肤作一环状切口，将足部皮肤剥掉。 2.6.2 1% 硫酸刺激左趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.3 1% 硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.4 1% 硫酸滤纸片贴在左小腿切口上面的皮肤上，观察活动情况。 2.6.5 分离右侧大腿背侧坐骨神经干，两侧结扎，中间剪断，1%硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动。 2.6.6 刺激神经两端：以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和外周端，观察腿部反应。 2.6.7 破坏脊髓：以探针捣毁青蛙脊髓后，以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和 外周端，观察腿部反应。 2.6.8 刺激腓肠肌：直接刺激右侧腓肠肌，观察有何反应。

2019.04.19. 医疗器械动物实验研究技术审查指导原则 第一部分：决策原则 (2019年第18号)

医疗器械动物实验研究技术审查指导原则第一部分：决策原则 （2019年第18号） 2019-04-19 10:00 医疗器械动物实验研究技术审查指导原则第一部分：决策原则（2019年第18号） 附件1 医疗器械动物实验研究 技术审查指导原则第一部分：决策原则 一、前言 医疗器械安全性和有效性评价研究应采用科学、合理的评价方法，其中动物实验是重要手段之一，其属于产品设计开发中的重要研究，可为产品设计定型提供相应的证据支持；若需开展临床试验，可为医疗器械能否用于人体研究提供支持，降低临床试验受试者及使用者的风险以及为临床试验设计提供参考。 但并不是所有医疗器械均需要通过动物实验验证产品安全性和有效性。为了对开展动物实验的必要性判定提供指导，特制订本原则。 本原则为医疗器械动物实验研究技术审查指导原则系列中的第一部分，为判定是否开展医疗器械动物实验的决策原则，关于动物实验设计等其他方面的内容请参见其他部分指导原则。 本原则是供申请人和技术审评人员使用的技术指导性文件，不涉及注册审批等行政事项，亦不作为法规强制执行，如有能够满足法规要求的其他方法，也可以采用，但应提供充分的研究资料和验证资料。应在遵循相关法规

的前提下使用本原则。 本原则是在现行法规和标准体系以及当前认知水平下制订的，随着法规和标准的不断完善，以及科学技术的不断发展，本原则相关内容也将进行适时地调整。 二、适用范围 本原则适用于决策医疗器械是否需在活体动物上进行在体实验，不包括在非活体动物、离体组织或器官上进行的研究。 以下情况可参考本原则： （一）医疗器械申请人在设计开发阶段确定是否需要开展动物实验时； （二）医疗器械监管机构在技术审评环节评价开展动物实验的必要性时。 本原则不替代GB/T 16886系列标准等医疗器械生物学评价相关的技术文件。如通过动物实验方式评价医疗器械的生物相容性，亦应符合GB/T 16886系列标准等生物学评价相关技术文件。 如有针对特定产品的指导原则发布，则遵循相应产品的指导原则。 本原则不适用于按照医疗器械管理的体外诊断试剂。 医疗器械临床试验伦理审查时，可参考本原则中适用部分以评估临床前动物实验的必要性。 三、基本决策原则 在医疗器械设计开发阶段，决策是否开展动物实验时，建议考虑动物福利伦理原则及风险管理原则。 （一）动物福利伦理原则 申请人需遵循动物实验的“替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement）”原则，即3R原则。 申请人在决策是否开展动物实验前，需要特别考虑动物福利伦理，充分开展实验室研究，不宜采用动物实验替代实验室研究。 —2 —

动物实验报告修订稿

动物实验报告 集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-

实验动物学实验报告学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠

尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血

2015-动物实验基本操作

动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿

4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？

实验动物学实验报告

实验动物学实验报告 Document number：NOCG-YUNOO-BUYTT-UU986-1986UT

实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 抓取：左手抓小鼠的尾根部 固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 抓取和固定小鼠 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 灌胃法 按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 用大鼠重复同样操作 注射给药 皮下注射 用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 用大鼠重复同样操作 腹腔注射 以左手固定小鼠，使腹部向上， 右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 用大鼠重复同样操作 尾静脉注射 先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，

实验动物学复习题答案(更新)

实验动物学复习题答案（完整版改） 实验动物：指经人工培育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确，来源清楚，用于科学研究、教学、生产、检定及其他科学实验的动物。 实验用动物：广义指一切用于科学实验的动物，也包括试验动物。 动物实验：为科研、教学、药物检定等目的，对实验动物进行物理、化学、生物等因素处理，观察其反应，获得实验数据，解决科研中问题的过程。 实验动物学：研究动物实验和实验动物的科学。以实验动物为研究对象，专门研究实验动物的饲养繁殖及育种、实验动物的标准化、实验动物的质量监测、野生动物的实验动物化及其开发应用以及动物实验技术的科学。 实验动物环境：是指人工控制的, 供实验动物繁殖、生长的特定场所及有关条件, 即围绕实验动物所有事物的总和。 实验动物设施：界定实验动物生存空间、维持其所需的建筑物和设备等。 AEIR:生物科学研究四个基本条件：animal、equipment、information、reagent（试剂） 根据对微生物、寄生虫的控制程度将实验动物划分为4个等级：普通级动物、清洁动物、无特定病原体动物、无菌动物。 普通级动物是微生物和寄生虫控制级别最低的按动物；要求不携带所规定的人兽共患病病原和动物烈性传染病病原，以及人兽共患寄生虫。 清洁动物是根据我国国情而设立的等级动物，除普通级动物应排除的病原和寄生虫外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原和寄生虫。 无特定病原体动物通常被称为SPF动物，除清洁动物应排除的病原和寄生虫外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学按干扰大的病原和寄生虫。 无菌动物指无可检出一切生命体的动物。 导致人兽共患病的主要病原体 1、病毒—淋巴细胞脉络丛脑膜炎病毒、狂犬病病毒、猕猴疱疹病毒1型（B病毒）、汉坦病毒（流行性出血热病毒）。 2、细菌—沙门菌、布鲁杆菌、志贺菌、结核分歧杆菌、钩端螺旋体。 3、真菌—皮肤病原真菌。 4、寄生虫—弓形虫。 1988年, 原国家科委颁布了《实验动物管理条例》, 标志着我国实验动物工作走上了行政法规管理的轨道。2001年《实验动物国家标准》的颁布和实施，普通级大鼠和小鼠将被禁止使用。 “3R”原则：替代（replacement）原则、减少（reduction）原则、优化（refinement）原则。 为阐明人类疾病的发生机制或建立治疗方法而制作的、具有人类疾病模拟表现的实验动物，称人类疾病动物模型。 人类疾病动物模型发展至今具有比较完善的理论和方法。通常可分为诱发性疾病动物模型、自发性疾病动物模型、中医征候动物模型等类型。 品种是人们根据不同需要而对动物进行改良、选择，即定向培育，并具有某种特定外形和生物学特性的动物群体，其特性能较稳定的遗传。品系即“株”，指来源明确，并采用某种交配方法繁殖，而具有相似的外貌、独特的生物学特征和稳定的遗传特性，可用于不同实验目的的动物群体。 近交系；经至少连续20代的全同胞兄妹交配或亲代与子代交配培育而成。命名：由1～4个大写英文字母组成；大写英文字母开头，结合数字命名。特点：基因纯合性，遗传稳定性，遗传同源性，表型一致性，独特性，可分变性，分布广泛性，资料可查性。近交：从一个动物群体中选用血缘关系比较接近的雌雄个体，即有共同祖先的兄妹、母子、父女进行交配。 封闭群；以非近亲交配方式繁殖生产的一个实验动物种群，在不从其外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上，称为一个封闭群，或叫远交群。特点：1、一定的杂合性：不引入新的基因，又不使群体内基因丢失。2、相对的稳定性：群体在一定范围内保持相对稳定的遗传特征。3、个体差异取决于祖代动物。 4、较强的繁殖力、抗病力。 5、群体易保存有模型价值的突变基因。命名：用2－4个大写英文字母命名。如:KM,ICR,LACA. N：NIH由美国国立卫生研究院保存的NIH小鼠。 应用：1、类似人群体遗传的异质性组成，在药物筛选、毒性试验方面有不可替代的作用。2、可大量供应，用于预试验、教学。3、携带突变基因，评估群体对自发或诱发突变的遗传负荷能力。 系统杂交动物；由不同品系或种群之间杂交产生的后代。特点：1、杂交优势，克服了近交引起的近交衰退。 2、遗传与表型上的均质性；具有相同的基因型。 3、分布广泛。应用：1、干细胞研究。2、移植免疫研究。 3、细胞动力学研究。 4、单抗研究 近交衰退；指在近交过程中动物群体由于基因分离和纯合而产生的不利于个体和群体发育的现象。包括：1.由于有害隐性基因的纯合，出现遗传缺陷或某种疾病发生率的提高2.影响繁育如产子数下降、母性不良3.个体发育不良，对环境的适应性差 亚系；育成的近交系在繁育过程中，由于残余杂合基因的分离、基因突变的产生、抽样误差导致部分遗传组成改变而形成遗传差异的近交系动物群体。 支系；由于饲养环境的改变，或对动物进行人为的技术处理，对某些动物特征产生影响，形成不同的支系。同源性；在近交系中（突变系），所有动物可追溯到原始的一对共同祖先。遗传同源性使近交系有3个重要特征：⑴品系内个体间可接受组织移植⑵品系内单个个体的监测可得知品系整体基因类型⑶从一个群体内可分离出遗传上相同的亚群体

实验动物手术基本操作技术

实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒