常用实验动物的采血方法简介

常用实验动物的采血方法

一小鼠和大鼠的采血方法

1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。

2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏

紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。

3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。

4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。

5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。

6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。

7、股动脉采血:大量取血时常用此法。需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。

二豚鼠、家兔的采血方法

1、家兔耳缘静脉采血

穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。具体方法同耳缘静脉注射给药。此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。针头不可连接注射器，直接让血液滴在有抗凝剂的试管内。

切割采血法：当兔耳部血管被充分扩张后，可用刀片割破耳缘静脉，或用注射针刺破耳缘静脉，让血液自然流出。采血穿刺和注射穿刺方向不同。采血穿刺逆血流方向行针，采血量越大，越要靠近根部行针。

2、兔耳中央动脉采血：经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约15 ml/次血。操作方法基本与静脉采血同。由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。

3、豚鼠耳缘切割采血法:方法同兔相同。

4、心脏采血法:对豚鼠、兔、猫、狗都适用。

采血前，将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。于左侧第 3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液可自动迸入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以免造成气胸而导致动物很快死亡。经6～7天后可重复穿刺采血。

5、体表静脉采血

（1）兔后肢胫部皮下静脉采血

将兔仰卧固定，拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，可在胫部外侧皮下，见到皮下静脉。用左手拇指、食指固定好血管，右手持，与皮下静脉平行进针，抽血有回血即可采血。采血完毕后用棉球压迫止血，因为此处

不易止血，止血时间应稍长。

（2）豚鼠背中足静脉采血

固定豚鼠，将左或右后肢膝关节伸直，提到实验者面前。实验者将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，用左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手持注射针刺入静脉，抽出注射针后即有血液渗出，用棉球压迫止血。

6 、大血管采血

（1）颈外静脉采血

兔或猫：将动物仰卧固定，注意用固定器将颈部充分暴露。用左手朝心短蹦紧颈部皮肤，右手将注射器沿颈部平行方向朝头端方向刺入，有回血后，固定好注射器位置，缓慢采血。

（2）股动脉、股静脉采血

将动物固定好后，左手扪及股三角区，当感到有动脉搏动时，尽量由远心端方向进针，向近心端方向穿刺，刺到血管可见血液流入针筒。如果需要采静脉血，要特别注意扪到动脉搏动的部位进针后，当针头触及索状感股动脉时，稍将针头朝内侧移动，再迅速的穿刺，即可穿刺到股静脉。采血过程中操作应迅速。采血完毕后用棉球压迫针眼及其上方部位2～3分钟止血。

（3）豚鼠股动脉采血

将动物仰卧固定，煎去腹股沟的被毛行股三角区局部麻醉，切开长约2～3cm的皮肤，钝性分离软组织，暴露股动脉并游离出约1～2 cm。结扎股动脉的远心端，近心端用止血钳夹注，在动脉壁中央夹一小孔，插入采血用的细管子，放开止血钳，血液即可流出。

三犬的采血

1．前肢内侧皮下头静脉和后肢外侧小隐静脉采血:此法最常用。由助手将犬固定，采血部位剪毛、消毒，实验者用左手拇指和食指握紧剪毛区上部或扎紧止血带，便远端静脉充血，右手用接有7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，以适当速度抽血。一般一次可采血10～20ml。

2．颈静脉采血:大量或连续采血时，可采用颈静脉采血法。

四鸡的采血

需血量少时，常用的取血方法是从其翼根静脉取血。取血时，可将动物翅膀展开，露出腋窝，将羽毛拔去，即可见到明显的翼根静脉，此静脉是由翼根进入腋窝的一条较粗静脉。用碘酒酒精消毒皮肤。抽血时用左手拇指，食指压迫此静脉向心端，血管即努张。右手取连有51/2号针头的注射器，针头由翼根向翅膀方向延静脉平行刺入血管内，即可抽血。一般一只成年动物可抽取10－20ml血液。也可采用右侧颈静脉采血，以食指和中指按住头的一侧，用酒精棉球消毒右侧颈静脉的部位。以拇指轻压颈根部以使静脉充血，右手持注射器刺入静脉取血。需血量较大时，可从心脏采取。心脏采血时，用手指将心脏部位向下推，从三角形的锁骨窝的中央部与脊椎平行方向进针，刺入心脏，采血。

五猪的采血

少量血可从耳静脉, 前肢内侧皮下头静脉和后肢外侧小隐静脉采血，大量血可从颈静脉、锁骨下静脉采

取。

六猴的采血

1、毛细血管采血:需血量较少时可经毛细血管采血。局部消毒后，刺破猴拇指或足跟等处即可采血。

2、静脉采血:需血量较大时采用静脉采血，最适部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。后肢皮下静脉的取血法与狗相似。用外颈静脉采血时，把猴固定在猴台上，侧卧，头部略低于台面，助手固定猴的头部和肩部。先剪去颈部的毛，用碘酒－酒精消毒，即可见位于上颌角与锁骨中点之间的努张的外颈静脉。用左手拇指按住静脉，右手持连

有61/2号针头的注射器，其他操作与人的静脉取血同。

3、动脉采血：股动脉可触及。取血量多时常被优先选用，手法与狗股动脉采血相似。

七羊的采血方法

常采用颈静脉取血方法。也可在前后肢皮下静脉取血。颈静脉粗大，容易抽取，而且取血量较多，一般一次可抽取50－100ml。将羊蹄捆缚，按倒在地，由助手用双手握住羊下颌，向上固定住头部，在颈部外缘剪毛约7cm范围，碘酒酒精消毒。用左手拇指按压颈静脉，使之努张，右手取连有粗针头的注射器沿静脉一侧以30度倾斜由头端向心方向刺入血管，然后缓缓抽血至所需量。取血完毕，拔出针头，采血部位以酒精棉球压迫片刻，同时迅速将血液注入盛有玻璃珠的灭菌烧瓶内，振荡数分钟，脱去纤维蛋白，防止凝血，或将血液直接注入装有抗凝剂的烧瓶内。

实验动物技术考试

常用实验动物介绍（一、大小鼠、豚鼠） 发布人:系统管理员发布时间:2010-3-15 阅读次数:1278 常用实验动物介绍 一、小鼠 1、〖名称〗：BALB/c小鼠 〖简介〗：1913年，贝格(Bagg)从美国商人欧希尔(Ohio)处购得的白化小鼠原种，以群内方法繁殖。麦克·多威尔(MacDowell)在1923年开始作近交系培育，至1932年达26代，命名为BALB/c品系。安德尔文特(Andervont)等人使BALB/c广为传播和应用。1985年我国从美国NIH引进到中国医学科学院实验动物研究所，为BALB/c第180代。 毛色：白化。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，但用乳腺肿瘤病毒诱发时发病率高;卵巢、肾上腺和肺的肿瘤在该小鼠有一定的发生率。②易患慢性肺炎。 ③对放射线甚为敏感。④与其他近交系相比，肝、脾与体重的比值较大。20月龄的雄鼠脾脏有淀粉样变。⑤有自发高血压症，老年鼠心脏有病变，雌雄鼠均有动脉硬化。⑥对鼠伤寒沙门氏菌补体敏感，对麻疹病毒中度敏感。对利什曼原虫属、立克次氏体和百日咳组织胺易感因子敏感。 主要用途：广泛地应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学研究，以及单克隆抗体的制备等。 2、〖名称〗：C57BL 〖简介〗：1921年立特(Little)用艾比·拉特洛坡(Abby Lathrop)的小鼠株，雌鼠57号与雄鼠52号交配而得C57BL1937年从C57BL分离出C57BL/6和C57BL/10两个亚系。1985年从Olac引到中国医学科学院实验动物研究所。 毛色：黑色。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，化学物质难以诱发乳腺和卵巢肿瘤。②12%有眼睛缺损;雌仔鼠16.8%，雄仔鼠3%为小眼或无眼。用可的松可诱发腭裂，其发生率达20%。③对放射物质耐受力中等;补体活性高;较易诱发免疫耐受性。④对结核杆菌敏感。对鼠痘病毒有一定抵抗力。⑤干扰素产量较高。⑥嗜酒精性高，肾上腺素类脂质浓度低。对百日咳组织胺易感因子敏感。 ⑦常被认作"标准"的近交系，为许多突变基因提供遗传背景。 主要用途：是肿瘤学、生理学、免疫学、遗传学研究中常用的品系。 3、〖名称〗：BALB/c -nu裸小鼠 〖简介〗：1973年丹麦的C.W.Friis在BALB/cA近交系小鼠中发现自发性突变的无毛小鼠，该突变小鼠胸腺发育不良，免疫T细胞缺失，而培育成了BALB/cA-nu。 主要特性：①无毛、裸体、无胸腺。随着年龄增长，皮肤逐渐变薄、头颈部皮肤出现皱折、生长发育迟缓。②由于无胸腺而仅有胸腺残迹或

实验动物采血指南

实验动物采血指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系

(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体

动物实验简介

课程编码：5401006 学时数：28 一、课程性质、目的和要求 动物学实验以动物进化主线的代表动物为实验材料，研究代表动物的外部形态、内部结构；对有些动物进行培养和分类。动物学实验课程的教学是实现由知识转化成能力的重要环节和有效途径。 通过实验课教学验证，加深理解和巩固课堂所学知识，熟悉动物学的基本操作技术，提高动手能力及观察分析问题的能力，培养科学，严谨，实事求是的学风。通过实验教学，使学生应掌握动物学的研究方法，学会使用检索表，熟悉动物的栖息环境，学会动物的标本采集，制作和保藏技术。 二、实验内容和课时安排 本实验在二年级第一学期开设。 本大纲包括16个实验，其中设计性实验1个，综合性实验1个，根据实验条件从以下实验中选做14个实验。 实验1 动物的细胞和组织（2学时） 【实验目的】 1.了解细胞的基本结构及有丝分裂各期的特点。 2.了解动物的4类基本组织的结构和功能。 【实验仪器与材料】 人口腔上皮复层扁平上皮透明软骨平滑肌及神经组织四种组织的切片幻灯机载玻片盖玻片解剖器吸管吸水纸牙签1%的亚甲蓝0.7%及0.9%NaCl溶液蒸馏水 【主要内容】 1.细胞 2.上皮组织 3.结缔组织 4.肌肉组织 5.神经组织 【实验步骤】 1.观察人口腔上皮细胞 2.观察疏松结缔组织 3.观察血液组织 4.观察肌肉组织 【作业】 （一）绘图： 1.人口腔上皮细胞 2.蝗虫横纹肌细胞，表示其结构 （二）思考题： 1.细胞的基本结构及其机能。细胞分裂各期有何特点？ 2.4类基本组织的结构特点与主要机能。 实验2 眼虫和变形虫（2学时） 【实验目的】 通过眼虫、变形虫及其他鞭毛虫、肉足虫的观察，了解鞭毛虫纲与肉足纲的主要特点，并认识一些有经济价值或常见的种类。 【实验仪器与材料】

各国动物实验法规概况

各国动物实验法规 作者：https://www.wendangku.net/doc/809788706.html,发表日期：2012-03-15 动物实验法规 动物实验法规有两个关注对象：动物实验过程及实验动物关爱。动物实验过程即实验动物的选育、饲养及实验执照的获取、对实验过程的监督等；实验动物关爱是对实验动物福利的保护及其权益的维护。对于非业内人士而言，实验动物关爱的敏感度明显高于前者。动物福利与动物伦理成为对实验动物关注的焦点。为了避免人类以科学实验为借口，视实验动物于无生命的实验室工具，无视其感知痛苦的能力对其进行戏耍甚至虐待等诸多不道德行为，许多国家都订立了相关实验动物保护法规。 各国订立的实验动物法规各有不同，但于非技术层面的动物福利其基本立场是相似的。归根结底，动物实验法规规定了对待实验动物的三个准则，即：一、某动物个体被应用到某个实验项目中的次数； 二、某实验项目中应用实验动物的总数；三、实验中对未施用麻醉剂的动物所施加的疼痛程度。 欧洲 在药物开发的过程中，动物试验乃是不可或缺的一环。由于动物试验无可避免地将牺牲为数颇多的各类动物，因此，一直受到动物保护人士的诟病。在欧盟国家，以脊椎动物为对象的实验需遵从《实验性或研究用动物保护指令》(Directive 86/609/EEC)，该指令于1986 年被当时的欧共体采纳，致力于对实验及为其他科学目的而使用的动物的保护。在政策层面上提出控制实验动物的使用、对从业人员的培训以及对实验过程的监督。鼓励各欧盟国家寻求对动物实验的替代方式，即在可以使用替代实验方法的时候尽量减少涉及动物的实验。该指导条文依照国际惯例措词，没有强制力，且具有很大的解释空间，各成员国可以依据该指导来制定符合本国的法律法规。一些条文所具有的政治味道更甚于具体的法规。随着基因改造、克隆等技术的出现，该指导条文也有待修订。其后，欧盟理事会在1998 年又决议采纳《欧洲实验用及其它科学研究用脊椎动物之保护公约》(European Convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes)成为欧盟法律的一部份，以使脊椎动物在试验过程中可以受到更为人道的对待。 瑞典 下面以瑞典为例介绍欧盟框架内对实验室用动物的相关立法。瑞典的实验动物法律体系来自两部涉及动物福利的通用法律：《动物保护法案》(Animal Protection Act)及《动物保护条例》(Animal Protection Ordinance)。这两部法律都于1988 年通过。瑞典农业部下设有与动物实验相关的理事会：国家实验动物监管理事会。该理事会负责根据立法制定具体的条款以约束相关从业者。其下设有七个地区性的伦理委员会，成员一半是科学家或医生，另一半来自非专业领域。委员会由一位高级律师(通常为法官)领导，受理动物实验项目申报，权衡实验目标与动物所可能遭受到的痛苦，给出不可申诉的判决。而且被批准的项目只能得到最多3 年时间的动物实验执照。这些动物实验包括饲育研究，末梢麻醉状况下的动物实验，以及为了进行生物医学研究而必须杀死动物并取得其机体组织的实验。为了对其批准的动物实验项目进行监管，委员会聘任权威机构的兽医检验员对项目进行核查，并对违规者提出整改意见甚至罚款。不过项目负责人可以不服兽医检验员的决定并申诉到更高级机构。法案于1990年进行了修订，规定伦理委员会定决定高于兽医检验员，只要是经委员会核准的动物实验项目并履行协议委员会签署的协议，兽医检验员无权令其停业。国家实验动物监管理事会 (The National Board for Laboratory Animals)同样负责汇

常用实验动物

常用实验动物 1、小鼠 喜欢群居，怕热，高温容易中暑 雌雄性小鼠交配后10~12小时，在雌性小鼠阴道口会形成白色的阴道栓 主要解剖学特性 消化系统：食管内壁有角质化鳞状上皮，利于灌胃；有胆囊；胰腺分散，色淡红，似脂肪组织。 生殖系统：雌性小鼠为双子宫型，呈“Y”形，卵巢不予腹腔相通，无宫外孕。 骨髓为红骨髓，无黄骨髓，终身造血。 皮肤无汗腺。 小鼠常用品种、品系 １. 近交系小鼠 C3H：1975年从美国引进，野生色毛； ? C57BL/6：1975年从日本引进，黑色毛； ? BALB/c：Bagg1913年获得小鼠白化株，经近亲繁殖20代以上育成，毛色为白色； ? DBA：分为DBA/1和DBA/2两个品系，1977年由美国实验动物中心引进，毛色均为浅灰色。 2、封闭群小鼠 ①KM小鼠：我国使用量最大的远交种小鼠，白色，抗病、适应力强，繁殖、成活率高。 ②ICR：1973年由日本国立肿瘤研究所引入我国，白色，其显著特点是繁殖

力强。 ③LACA ：1973年由英国实验动物中心引入我国，白色。其实是小鼠改名而成。 ④NIH ：由美国国立卫生研究院培育，白色，繁殖力强，幼仔成活率高，雄性好斗 3、突变系 1、裸鼠：第11对染色体上的裸基因（nu）导致无毛裸体、无胸腺 2、SCID小鼠：第16对染色体上的Scid隐性基因突变基因导致T、B淋巴细胞联合免疫缺陷．外观与普通小鼠差别不大，被毛白色，体重发育正常 3、快速老化模型小鼠：4~6月龄以前与普通小鼠的生长一样，4~6月龄以后迅速出现老化症状。如心、肺、脑、皮肤等器官老化，出现骨质疏松和老化淀粉样变。侏儒症：比正常小鼠体型小，缺少生长素和促甲状腺素，用于内分泌研究。小鼠在医学、生物学的应用 1、重组近交系小鼠将双亲品系的基因自由组合和重组产生一系列的子系，是遗传分析的重要依据，用作基因定位及其连锁关系的研究 2、提供自然的动物模型 2、大鼠染色体数2n=42 喜独居，喜啃咬，性情较凶猛、抗病力强，对新环境适应力强，但对环境刺激、炎症反应敏感。强烈噪音可引起食仔或抽搐；湿度低于40%易发生环尾巴症。行为表现多样，情绪反应敏感，易接受通过正负强化进行的多种感觉指令的训练雌性2.5月龄达到性成熟，具有产后发情、产后妊娠的特点。寿命2.5～3年。解剖学特征

常用实验动物介绍—豚鼠

常用实验动物介绍—豚鼠 一、行为和习性 1. 采食行为 豚鼠是严格的草食动物，喜食纤维素较多的禾本科嫩草或干饲草。在自然光照条件下，日夜采食，两餐之间有较长的休息期。饥饿时听到饲养人员的声音特别是拿饲料的声音时会发出“吱吱”的叫声，常整群一齐尖叫。豚鼠愉快时能发出“啾啾”类似鸟鸣的声音。豚鼠属于饮食不洁的动物，如果使用的食具不得当，豚鼠常在食物上边吃边排便或把食物扒散、将饮水喷出。 2. 群居行为 一雄多雌的群体构成明显的群居稳定性。表现为成群活动、休息或集体采食、紧挨躺卧。幼鼠跟随成鼠追逐发情的雌鼠。群体中占支配地位的豚鼠会咬其它豚鼠的毛。在拥挤或应激情况下，也可发生群内1只或更多动物被其它个体咬毛，毛被咬断，呈斑状秃，而造成皮肤创伤和皮炎。如果放入新的雄鼠，雄鼠之间会发生激烈斗殴，导致严重咬伤。 3. 性情 豚鼠性情温顺，不会攀登，较少斗殴，很少咬伤工作人员,但脚趾锋利,可有抓伤。豚鼠胆小，喜欢安静、干燥、清洁的环境。突然的声响、震动或环境变化，可引起四散奔逃、转圈跑或呆滞不动，甚至引起孕鼠流产。对经常性搬运和扰动很不习惯，搬运、重新安置或触摸可使豚鼠体重在24～48小时内明显下降，情况稳定后又很快恢复。这种现象很易影响试验结果，应引起注意。 4. 听觉 豚鼠听觉非常发达，能识别多种不同的声音，它听到的音域远大于人。当有尖锐的声音刺激时，常表现为耳廓微动以应答，即听觉耳动反射。听觉耳动反射减弱或缺失是听觉机能不良的表现。 二、解剖学特点 1. 外观 身形短粗、头圆大、耳朵和四肢短小、尾巴只有残迹，眼睛明亮，耳壳薄而血管鲜红明显，上唇分裂。前足有四趾，后足有三趾，每趾都有突起的大趾甲，脚形

畜牧兽医实验室功能简介

畜牧兽医系部分实验室简介 家畜病理学实验室简介 家畜病理学实验室是畜牧兽医系直属统一建立的实验室，2002年以来，根据专业与课程设置、学科建设等发展方向进行了改造建设。实验室现设1个实验室，总面积为54m i，实验器材和设备总额约10万元人民币。实验所用大体标本和病理组织切片都是学生实验自制。 实验室现有工作人员6人，其中专职教师兼主管1人、理论及实验教师4 人、管理人员1人。实验室工作人员名单：陶艳芳副教授、郑锦玲讲师、黄光红助讲、王荣琼助讲、施忠芬助讲、王昌梅中技工。 实验室现承担畜牧兽医系5个专业的家畜病理学和兽医基础（病理）2门实验课程，以及畜牧兽医系的动物防疫与检疫员和动物防疫治疗员的技能鉴定。 实验室注重培养学生的实验操作能力，提高和培养学生的独立工作、科学思维，以及观察问题、分析问题和解决问题的能力。实验课采取启发式、讨论式教学方法调动学生的学习积极性，强化了实验基本理论和技能的训练，取得了显著的教学效果。 动物生物化学实验室简介 动物生物化学实验室是畜牧兽医系于1996年建立的独立实验室。该实验的主要设备有：高速离心机、分光光度计、电子天平、酸度计、层析系统、电子天平、稳压稳流电泳仪、恒温水浴锅、组织捣碎机、台式PH测试仪；设备价值约 为65088元；实验室面积为75.6 m 2左右；管理指导教师有3名（中级职称2人，管理人员1人）。2006学年约接纳13960人时完成实验，使用率达99% ；实验能同时容纳40多名学生进行实验。主要开设实验项目有：生物化学基本操作技能和常用仪器使用方法；血液生化样品的采集及组织 匀浆的制备；牛乳中酪蛋白的提取与鉴定；蛋白质等电点的测定；双缩脲测定蛋白质含量；酶的特性一底物专一性；pH对唾液淀粉活性影响；维生素C的提取与含量测定；血清胆固醇的测定一一磷硫铁法等。动物生物化学实验室作用主要是巩固提高学生的理论知识，培养他们实验操作的基本技能，锻炼他们的独立思考能力与原始创新能力。

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。 Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry. The implications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial

动物实验

高血压动物模型综述 班级：08食安一班 姓名：刘悦 学号：0809054117

高血压动物模型综述 1934年，Goldblatt曾证实，狭窄狗肾动脉可产生持续性高血压，这一实验研究引起了人们的普遍重视。随后，世界各地相继开展了高血压病的动物实验研究，建立了不同的高血压动物模型，并提出了各种有关高血压病病原的学说。 高血压是由多基因遗传和多种环境因素相互作用的结果，但其具体发病原因仍不明。高血压病是全身小动脉痉挛引起血管外周阻力增加的直接后果，小动脉的痉挛与遗传、精神刺激、应激、肾脏缺血、肾上腺皮质的作用及钠的作用等诸多因素有关，目前动物高血压模型的复制多以不同角度模拟高血压这些易患因素而形成。这一领域的发展十分迅速，人们试图制作犬、大鼠、兔等多种高血压动物模型。引起急性实验性高血压的方式很多，如直接刺激中枢神经系统、通过神经反射、外源性儿茶酚胺类或其它体液性加压物质的注射等。实验一般多在麻醉动物身上进行。 常用的动物模型有遗传性高血压动物模型：自发性高血压大鼠及其亚型、转基因高血压动物模型，环境性高血压动物模型即神经源性及应激性高血压动物模型，药物性高血压动物模型，手术型动物模型：实验性肾动脉狭窄性高血压，肾外包扎高血压肾外异物包扎动物模型、神经源性高血压动物模型等。 1 遗传性高血压动物模型 遗传性高血压动物模型，如SHR能模拟人类高血压的自然过程，可用作高血压发病机制、药物干预的研究。遗传性高血压大白鼠寿命明显缩短。 1.1 自发性高血压大鼠及其亚型：自发性动物模型的最大优点是其完全 在自然条件下发生的疾病，排除了人为的因素，疾病的发生、发展与人类相应的疾病很相似，其应用价值很高。 自发性高血压大鼠（SHR）及其亚系是目前国际上公认的最接近人类原发性高血压的动物模型。遗传性高血压大鼠有多种品系，如：遗传性高血压大鼠（GH）、自发性高血压大鼠（SHR）、Dahl 盐敏感大鼠（DS）、里昂株高血压大鼠（LH）、蒙特斯种高血压大鼠（SHM）和米兰种高血压大鼠（MHS）等［1］。其中具有使用价值，应用较广泛的是日本学者培育的突变系- SHR。它可产生脑血栓、梗死、出血、肾硬化、心肌梗死和纤维化等变化。 1.2 转基因高血压动物模型 1990 年德国科学家首先将一个高血压候选基因转入大鼠的生殖细 胞而制备携带该候选基因的转基因大鼠（TGR），由此而建立了一种新

动物试验模版

一. 背景： 本次动物实验相关疾病介绍、国内外相关治疗及研究的现状及结果（含临床、基础）、相关引文摘要等。 二、实验所用器械简介： 三、实验目的 1、使用猪或其他适宜动物为实验模型, 按照临床要求对产品进行模拟 使用，对* *器械的* *性能、* *效应进行测试。 2、通过动物实验取得数据和经验, 以便为产品的临床使用撰写详尽的使 用指南。 3、确定* * 器械置入猪后的最长可回收天数, 以便为临床使用的最长 可回收时间提供参考。 4、研究* *器械置入* *天后的可回收性, 以回答以往实验中未能解决 的* * 器械在置入* * 天后是否可取出的问题。 四、实验模型和材料 1、实验模型 （1）.动物模型：猪，体重：25?35KG （2）.体外模型：拟采用透明塑料软管作成的20mm 25mm两 种直径的下腔静脉模型。 2、材料： （1）* *器械采用XX公司研发生产的器械。 （2）其他手术配套器械采用临床通用器械。 3.过程要求：

本实验开始前必须取得动物道德委员会的许可（注：国外 有此要求，国内仅少数几家大医院有动物伦理委员会） 五.实验设计 动物数量及分组方法：实验动物共22头，在置入器械后分为A和B两组.A组动物采用介入方法取出滤器，B组动物采用外科方法经腹切开方法取出滤器.下腔静 脉滤器置入后饲养观察时间为7、10、12、14、16、20、30、60和90天，具体分组方法见下表。 分组（头） 时间（天）- A B 7 1 1 10 1 1 12 3 1 14 3 1 16 1 1 20 3 1 30 0 2 60 0 1 90 0 1 六、实验方法： 1、随机选取实验动物以1:1的比例进行* *实验，并记录* * 总结出的操作要求。7?20天实验用以观察器械置入后的可回收期，30、60、90天实验用以观察器械置入后的长期通畅情况。 2、所有动物器械取出前应造影复查，并与器械置入时的资料进行对比，判断器

动物实验

动物实验 ●动物的选择 选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。 1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质 的动物。 2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。 ●实验动物 本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔 1.小鼠(Mus musculus) 实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。 我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。 我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。 2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits) 兔形目，兔科。常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。 ●抗原剂量的选择 不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。如需制备高度特异性的抗血清，可选用低剂量抗原短程免疫法，反之，欲获得高效价的抗血清，宜采用大剂量抗原长程免疫法。 ●佐剂的应用 对可溶性抗原常需加用佐剂，以增强抗原的免疫原性或改变免疫反应的类型，以刺激机体产生较强的免疫应答。如用可溶性蛋白质抗原内免疫家兔或山羊，在加用佐剂时一次注入量一般为0.5-1mg/kg.，不加佐剂，则抗原剂量应加大10-20倍。 佐剂有福氏（Freund’s）佐剂，脂质体佐剂及氢氧化铝佐剂等。其中最常用的福氏佐剂，根据其组成分为完全福氏佐剂(complete Freund’s adjuvant ,CFA)和不完全佐剂

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法 一、接种方法 (一) 皮下注射 皮下组织疏松的部位都可皮下注射。一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml． (二) 皮内注射 先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。皮内注射量一般为0.1～0.2ml。 (三) 肌内注射 应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。一般多选臀部、大腿内侧或外侧。针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。家兔等大动物注射量不超过2ml。 (四) 腹腔注射 小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。 (五) 静脉注射 1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。 2．小鼠于尾部两侧静脉注射。固定小鼠使尾巴露出，置45℃～50℃温水浸泡1～2min，使尾部静脉扩张。取出尾巴，擦干消毒，在末端1/3或1/4处用左手捏住尾巴，右手持注射器，针头与静脉平行缓慢进针，试注入少许注射液，如无阻力，皮肤不发白，表示针头刺入静脉，否则应更换部位重扎。注射时多选用4 1/2# 针头。最大注射量为0.5ml。 二、采血方法 (一) 小鼠采血方法 1．断尾采血将小鼠固定，露出尾巴，用手轻揉或浸泡于45℃温水中数分钟或用酒精棉球涂擦，使尾血管充血。将鼠尾擦干，用剪刀剪去尾尖1～2mm。然后用手指从尾根部向尾尖捋，血即从断端流出。采血结束后消毒止血。此法采血每只小鼠可采十余次，每次可采血约0.1ml。 2．眼眶后静脉丛采血左手抓注鼠耳间头部皮肤，将头按在桌面或鼠笼上，轻压颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分突出，眶后静脉丛充血。右手持长为7～10cm 玻璃滴管(毛细管端内径1～1.5mm，长约1cm)或7# 针头的1ml 注射器，在内眼角与眼球之

常见动物实验中实验动物的选择

常见动物实验中实验动物的选择 一、药理学研究中的选择 1、临床药物代谢动物学研究：首选动物及性别，应尽量与药效量或毒理学研究所用动物一致。 药物动力学参数测定：最好使用犬、猴子等大动物，可在同一动物上多次采样。药物分布实验：大、小鼠较方便。药物排泄试验：一般首选大鼠，胆汁采集可在乙醚麻醉，胆管插管引流。 2、一般药理研究 主要药效作用以外广泛药理作用的研究。动物：小鼠、大鼠、猫、犬等性别不限。 3、作用于神经系统的药物研究： 促智药：成年大小鼠一般应用幼年、老年鼠。 镇静催眠药：成年小鼠便于分组。 抗痛药：成年大小鼠，以雄性为宜。 镇痛药：需在整体动物上进行，常用成年小鼠、兔，也可用豚鼠、犬等，雌雄兼用。 中枢性肌松药：小鼠、猫。 解热药：首选兔。兔：品种、年龄、室温、动物活动情况等不同，对发热反应速度和程度有明显影响，应按药典规定进行。 神经节传导阻滞影响药物：首选猫，最常用的是颈神经节，因其前后部易于区分。 4、心血管系统的药物研究： 抗心肌缺血药：狗、猫、兔、大小鼠。 抗心率失常药：豚鼠。小鼠不便操作。 降压药：狗、猫、大鼠。不宜用兔：外周循环对外界环境刺激极敏感，血压变化大。 治疗心功能不全药：狗、猫、豚鼠、兔。一般不用大鼠。 降血压药：大鼠、兔。模型动物：遗传性高脂血症WHHL兔。 抗动脉粥样硬化药：一般用兔、鹌鹑。 抗血小板聚集药、抗凝血药：大鼠、兔，个别也可用小鼠。 5、呼吸系统药物： 镇咳药筛选：首选豚鼠，对化学刺激或机械刺激都很敏感。猫：生理条件下很少咳嗽，可用于刺激喉上神经诱发咳嗽，在初筛基础上进一步肯定药物的镇咳作用。犬：适用于观察药物的镇咳作用持续时间。 兔：对化学、电刺激不敏感。大小鼠：实验可靠性差。 支气管扩张药：常用豚鼠：气道平滑肌对致痉剂药物反应敏感。大鼠：某些免疫和药理学特点与人类较近。 祛痰药：一般用雄性小鼠，兔、猫。 6、消化系统药物： 胃肠解痉药：大鼠、豚鼠、家兔、犬等，雌雄均可。 催吐、止吐：犬、猫、鸽等。兔、豚鼠、大鼠，无呕吐反射，故不选用。 7、泌尿系统药物： 利尿、抗利尿药：雄性大鼠或犬为好。 8、内分泌系统药物：

动物实验报告讲解

实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间：

实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法

用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在

实验动物品系简介

实验动物品系简介 制作：实验动物学技术讨论版

目录 定义 (1) 小鼠 (1) 近交系 (1) BALB/c (1) C3H/He (3) DBA (3) 小鼠(A系) (4) AKR (5) TA1(津白1号)和TA2(津白2号) (5) 615 (5) 小鼠 (6) 封闭群 (6) 昆明小鼠(KM) (6) NIH (7) ICR(又称swiss Hauschka) (7) 小鼠 (7) 突变系 (8) 裸小鼠(nude mice) (8) SCID小鼠 (9) 系统杂交动物 (9) 大鼠 (9) 近交系 (9) F344/N (9) Lou/CN (10) 封闭群 (10) Wistar (10) SD(SpragueDawley,SD) (10) Long-Evans (10) 突变系 (11) SHR/Ola大鼠 (11) 裸大鼠(nuderat) (11) 系统杂交动物 (11) 豚鼠 (11) 家兔 (12) 新西兰白兔 (12) 中国白兔 (12) 犬 Canine (Canis familiaris) (12) 猫Ferine (Flis catus) (13) 猕猴Rhesus monkey (Macaca mulata zimmermann) (13) 小型猪 (13) 长爪沙鼠 (13) 树鼩Tree shrew (14)

鼠兔Pika (14) 黑线姬鼠 (14) 蝙蝠Bat (14) 袋鼠Kangroo(Macropus theditis) (14) 江豚Porpoise (14) 刺猬 Headgehog (Erinaceus europaeus) (14) 水蛭Leech (14) 鱼类Fish (14) 貂Ermine (15) 旱獭Woodchuck (15) 鸽Pigeon (15) 马Equine (15) 牛Cattle (15) 山羊Goat (15) 绵羊Sheep (15) 九带犰狳Armadillo (15) 鸡Chicken (15) 鸭Duck (15) 蟾蜍Toad、青蛙Frog (15) 附录1(小鼠、大鼠的详细品系介绍) (17) 一、小鼠近交品系特征及用途简介 (17) 1.A/J： (17) 2.A/He： (17) 3.AB/Jena： (17) 4.AKR、AKR/J、AKR/Cum： (18) 5.AL： (18) 6.BALB/cAnN(An： (18) 7.BALB/c/ola： (19) 8.CBA/Ca： (19) 9.CBA/J/ola： (19) 10.CBA/N(先前命名为CBA/HN)： (19) 11.C3H/He/ola： (20) 12.C3H/HeJ-gld： (20) 13.C3HA： (20) 14.C57BL/6J/ola： (21) 15.C57BL/10J： (21) 16.C57BL/6N： (21) 17.C57BR/cdJ： (22) 18.C57L： (22) 19.C58/LwN： (22) 20.DBA/1JN： (22) 21.DBA/2/ola： (23) 22.DBA/2N： (23) 23.GRS/A： (23)