几种音频格式的比较

几种音频格式的比较

一、WMA

由于是微软的作品，绝对不能小看，WMA象一剂强心针一样促进了流式媒体格式的大进步。WMA文件可以在仅仅20K Bitrate的流量下提供可听的音质，因此WMA常常当作用于在线收听和广播的首选，微软早就在Windows Media Player中提供了播放支持。当WMA的Bitrate上升到128k时，几乎在同级别的所有有损编码格式中笑傲江湖了，MP3在128KBitrate时，会出现明显的高频丢失，而WMA不会。但似乎128k是WMA一个槛，当Bitrate再往上提升时，不会有太多的音质改变。MP3却不一样，在192K时，音质可以比WMA好了。微软推出WMA编码时主要有2个针对目标，一个是瞄准了网络上的RM和RAM 格式，另一个是用户硬盘中的MP3。但在高音质要求下，WMA仍无法构成对MP3的威胁。如果你要获得12：1左右或更高的压缩比，就不妨选择WMA格式，在这个流量下，WMA优秀太多了。

WMA和MP3的优劣一直是大家争论的焦点，其实这是一个无法回答的问题。这要看你的实际需要，是追求高音质(mp3)还是高压缩率(wma)。

二、VQF

在WMA未流行之前，VQF是很受欢迎的一种格式，因为在低比特率下它的音质要好于MP3(比WMA 稍差)。不支持"流"是VQF的致命弱点，这可能也是为什么现在它完全被WMA压下去的一个主要原因。

三、MP3

MP3最受争议的就是音质问题(尤其是随着WMA的普及)，其高频损失很大，很多MP3编码器粗糙的编码算法不但导致高频丢失，还丢失了许多细节，类似吉他擦弦的感觉在MP3中是找不到的。在对MP3快要失望时，偶发现了Lame，它支持根据人耳遮蔽效应原理来分析波形，配合VBR技术，可以让音质达到令人吃惊的地步;其独创的心理音响模型技术保证了CD音频还原的真实性，配合VBR(动态比特率)和ABR(平均比特率)参数，编码出来的MP3音色纯厚、空间宽广、低音清晰、细节表现良好，音质几乎可以媲美CD 音频，但文件体积却非常小。很多网友在使用LAME后的反映就是：立刻删除硬盘上所有的MP3和其他编码器，全部用Lame重新过一遍。

Lame提供EXE和DLL，其中DLL是作为标准的动态运行库供其他程序调用。EXE是Command Line 程序，象DOS程序一样工作，两者彼此独立，互不关联。但大家很快能发现两者编码的质量是不一样的，那是由于dll可控性差，与具备丰富调节参数的EXE版相比，其压缩出来的MP3效果稍逊一筹。但EXE是一个命令行工具，操作很麻烦，幸亏有了WinLAMEr或lameGUIxp这些Shell。只要学会使用这些Shell(是傻瓜型的，一看即会)，就可以用LAME压缩出最最精彩的MP3了。

再说说APS，在LAME出现以前，APS就是最好的MP3编码器，它使用的Fraunhofer IIS编码算法，这比LAME使用的编码算法要先进，在192k Bitrate(CBR)下，甚至比LAME编码的曲子要优秀，细节明显要丰富一些，但APS本身不支持VBR，当Bitrate往上提高时，音质就要比LAME编码的要差了，大部分朋友的MP3的一般都是128-192K Bitrate的，因此APS仍旧有推荐的价值。特别是有很多MP3随身听不支持VBR和256K Bitrate以上的MP3，LAME就不一定合适这些朋友了，APS就成了不错的选择，由它编码的曲子，绝对不会辱没你昂贵的PLAYER。

四、MP3PRO

MP3PRO完全是基于传统MP3编码技术的一种改良，本身最大的技术亮点就在于SBR(Spectral Band

Replication频段复制)，这是一种新的音频编码增强算法。它提供了改善低位率情况下音频和语音编码的性能的可能。这种方法可在指定的位率下增加音频的带宽或改善编码效率，SBR最大的优势就是在低数据速率下实现非常高效的编码。如果在高数据速率的情况下，SBR将如同虚设。当制作MP3PRO文件时，编码器将音频分为两部分。一部分是将音频数据中的低频段部分分离出来，通过传统的MP3技术而编码得出的正常的MP3音频流，此举可令到MP3编码器可以专注于低频段信号从而获得更好的压缩质量，而且原来的MP3播放器也可播放MP3PRO文件。另一部分则是将分离出来的高频段信号进行编码并嵌入到MP3流中，传统的MP3播放器会将其忽略掉，而新的MP3PRO播放器则可从中还原出高频信号，并将两者进行组合，得到高质量的全带宽的声音。官方宣称通过这样的技术，使得MP3PRO能在64kbps的编码率便可提供与128kbps的mp3相同的质量。

低比特率下MP3PRO的性能很明显地比MP3要高，但是它与WMA谁胜谁负就很难说了，根据一些发烧友的评测，MP3PRO似乎略胜一些。高比特率下很少有人用到MP3PRO。

五、OGG

在高音质要求下，有损音频编码世界中是三足项立，分别为MP3、MPC、OGG。在大量新技术的支持下，这些编码都有非常出色的表现，都各自拥有一群支持者。较高比特率下，OGG展现出来的素质是很令人称道的，但是OGG也有一个不小的缺点，就是高频的金属味道，这多少有点让人失望。

六、MPC

较高比特率下(250kbps左右)，MPC表现非常的出众，甚至超过了MP3，很难分辨它和原始信号有多少区别，无论从频率保留还是细节保留，以及信号强度失真来说，MPC太优秀了。但MPC并非万能的，它无法编码48khz采样率的曲子，所幸的是，这样的曲子来源很少。可惜这种格式并没有像MP3或WMA那样流行。

七、ATRAC

MD采用的就是ATRAC(Adaptive TRansform Acoustic Coding自适应声学转换编码)压缩算法，ATRAC目前仅支持MD，ATRAC还有一种衍生算法ATRAC3，OpenMG Jukebox使用的就是这种编码，编码后的文件扩展名为OMG。它集编码、抓轨、播放、管理和输出于一身，个头比较庞大，但操作还算方便。它使用了人耳遮蔽原理，能够有效的过滤人耳不敏感的声音信号，以达到更高的压缩比。与ATRAC不同的是，ATRAC3支持不同的平均数据速率，有132、105、66Kbits可选。这个软件可以直接向某些支持MDLP的MD机型提供直接输出，这样可以节省很多录制时间。这个软件对文件进行了严格的版权保护，无法象Mp3那样进行自由拷贝和备份。如果你有支持MDLP的MD，不妨试一试这个软件。

八、APE

和上面介绍的几款编码不同的是，这个编码提供了最好的音质保证(无损压缩)！还提供了Winamp的插件支持，可以直接用Winamp来播放。所谓无损就是指压缩后的格式和源文件在音质上并无差异，而Mp3、WMA等的编码方案是基于有损的，在损失部分音质的前提下节约存贮空间，所以说音质再好的Mp3、WMA 也只能是无限接近源文件的音质。APE非常适合来编码讲究细节的独奏曲目和大动态的交响曲。向各位音乐迷们(不是歌迷)作最强烈的推荐！

它的压缩比约为2:1。

九、WAV

它是未经压缩的格式，似乎不用多说，在APE未流行时，WAV一直是音质完美主义者的首选，即使是现在，如果你想做出高质量的音乐，WAV也是无法替代的中间体(因为目前公认最精确的抓轨软件EAC从CD直接得到的音乐是WAV格式)。

十、RM

RM已经是昨日黄花，没有任何新意，低Bitrate比不过WMA，高Bitrate比不过MP3，虽然新的RM 导入了ATRAC3算法，但颓势已定，很难东山再起了。

冷云

2011-04-06

转染步骤及经验(精华)

转染步骤及经验（精华） 一、基础理论 转染是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。分类：物理介导方法：电穿孔法、显微注射和基因枪；化学介导方法：如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法：有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态到转染方法的操作细节（见后文）。 二、转染操作流程（以常用的6孔板为例） (1) 细胞培养： 取6孔培养板，以3x104/cm2密度铺板，37℃5%CO2培养箱中培养至70%～90%汇合。(不同细胞略有不同，根据实验室优化的条件进行，汇合过分，转染后不利筛选细胞)。 (2) 转染液制备： 在EP管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量) A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL， B液：用不含血清培养基稀释对应量的转染试剂，终量100μL； 轻轻混合A、B液（1:1混匀），室温中置15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。 (3) 转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入2mL不含血清及PS的培养液。 (4) 转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中（缓慢滴加），轻轻摇匀，37℃温箱置6～8小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。 三、转染注意事项 1. 血清 A. DNA-阳离子脂质体复合物形成时不能含血清，因为血清会影响复合物的形成。 B．一般细胞对无血清培养可以耐受几个小时没问题，转染用的培养液可以含血清也可以不加，但血清一度曾被认为会降低转染效率，转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。 C. 对于对血清缺乏比较敏感的细胞，可以使用一种营养丰富的无血清培养基OPTI-MEMⅠ培养基， 或者在转染培养基中使用血清。对血清缺乏比较敏感的贴壁细胞，建议使用LIPOFECTAMINE 2000。无血清培养基OPTI-MEM(GIBICO)很好用，有条件的话，就用它代替PBS洗细胞两遍，注意洗的时候要轻，靠边缘缓缓加入液体，然后不要吹吸细胞，而是转动培养板让液体滚动在细胞表面。如果洗的太厉害，细胞又损失一部分，加了脂质体后，细胞受影响就更大了，死亡细胞会增多。 2.抗生素（PS） 抗生素，比如青霉素和链霉素，是影响转染的培养基添加物。这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。这降低了细胞的活性，导致转染效率低。所以，在转染培养基中不能使用抗生素，甚至在准备转染前进行细胞铺板时也要避免使用抗生素。这样，在转染前也不必润洗细胞。对于稳定转染，不要在选择性培养基中使用青霉素和链霉素，因为这些抗生素是GENETICIN选择性抗生素的竞争性抑制剂。另外，为了保证无血

废乳化油的破乳方法

废乳化油的破乳方法，主要有酸化法和聚化法两种。 酸化法就是往废乳化液中加入酸(如盐酸或硫酸)。 所加入的酸可利用工业废酸。 由于在目前的乳化液配方中，多数选用阴离子型乳化剂(如石油磺酸钠、磺化蓖麻油)，所以遇到酸就会破坏，乳化生成相应的有机酸，使油水分离，而酸中氢离子的引入，也有助于破乳的过程。 酸的用量是待处理乳化液重量的0.2%，浓度为37%； 如果采用废酸时，则酸的用量应适当加大。 聚化法就是在废乳化油中添加盐类电解质(如0.4%氯化钙)和凝聚剂(如0.2%明矾)，以达到乳化液破乳的目的。酸化法的优点是油质较好，成本低廉，水质也好，水质中含油量一般在20mg/L以下，化学耗氧量(COD)值也比其它破乳方法低；其缺点是沉渣较多。聚化法的优点是投药量少，一般工厂均有条件使用，但油质较差。 针对难处理乳化油破乳过程中存在的问题，通过对现有油水分离技术的总结和各种破乳方案的比较，提出了微波破乳—离心分离的新工艺。该工艺处理沉降罐中间层难处理乳化油技术指标优越，可有效解决该部分液压支架乳化油的破乳问题。 通过对现有离心机特点的分析，提出了适用于油、水、渣分离的BKD-1000三相立式离心机的设计方案，该机具有分离区整体旋转的特点，流体获得了较高的离心加速度。 微波破乳器的试验室模拟试验表明，采用微波破乳—离心分离工艺处理模拟乳化油，可使模拟乳化油油水有效分离，油中含水率由50.0％降至5.51％， 油的回收率达到98.33％。BKD-1000三相立式离心机的工业试验表明， 处理油田干化池含油污水可使油中含水率降至3.56％，油的回收率达到85.26％，排渣浓度达到62.18％，达到了现场提出的工业试验要求。

miRNA及其inhibitor转染方法

miRNA及其inhibitor转染方法 1 对mimics、mimics control、inhibitor、inhibitor control进行稀释和分装（终浓度为100 nmol/μl）。 （1）Mimics加入250 μl DEPC处理的水； （2）Mimics control加入125 μl DEPC处理的水； （3）inhibitor加入250 μl DEPC处理的水； （4）inhibitor control加入125 μl DEPC处理的水； 对以上进行分装：mimics 20 μl每管，mimics control 10 μl每管，inhibitor 20 μl每管，inhibitor control 10 μl每管。 分装后于－80 ℃保存。 2经过调整，细胞状态较好。晚上铺细胞，4个60 mm培养皿，每皿×105细胞。做好标记，（1）为mimics（2）为mimics control（3）为inhibitor（4）为inhibitor control。 3 上午八点对昨天晚上的细胞进行转染。 （1）a 用500 μl opti-MEM稀释20 μl mimics，作用5 min b 用500 μl opti-MEM稀释20 μl mimics control，作用5 min c 用500 μl opti-MEM稀释20 μl inhibitor，作用5 min d 用500 μl opti-MEM稀释20 μl inhibitor control，作用5 min （2）a 用500 μl opti-MEM稀释10 μl lip 2000，作用5 min b用500 μl opti-MEM稀释10 μl lip 2000，作用5 min c 用500 μl opti-MEM稀释10 μl lip 2000，作用5 min d 用500 μl opti-MEM稀释10 μl lip 2000，作用5 min （3）分别将（1）、（2）对应的a、b、c、d混合，轻轻吹打均匀后室温作用20 min。（4）用无血清的DMEM将培养皿中的细胞清晰干净，至少2次 （5）向培养皿中加入3 ml无血清DMEM （6）向培养皿中加入a和b的混合液（成点状均匀加入） （7）放入细胞培养箱作用6 h。 4 下午三点对转染细胞进行换液：弃去无血清DMEM后每个60 mm培养皿加入4 ml 含10%血清的DMEM，18 h后接毒。

各种转染试剂的中文转染方法

各种转染试剂的中文转染方法 FuGENE6（Roche）转染步骤： 转染前一天将细胞分至培养板，转染当天细胞应50-80％融合。将细胞以1-3×105/2 ml接种于6孔板后孵育过夜将达到如此密度。 将FuGENE6 Reagent在室温孵育10-15分钟。使用之前将FuGENE6颠倒混匀一下。 1. 在PCR管中加入不含血清和双抗的营养液以稀释FuGENE6，直至总体积到100 ul。 2. 将3-6 ul FuGENE6 Reagent直接加入营养液，轻弹管壁混合。 3. 加入1-2 ug的DNA溶液（0.02－2.0 ug/ul），轻弹管壁混合。 4. 室温孵育20分钟。 5. 将6孔板中的旧营养液吸出，加入约1 ml不含血清和双抗的营养液洗涤一次，再加入2 ml不含血清和双抗的营养液。 6. 将转染复合物加入细胞，混匀使之均匀分布。 7. 3-8小时后，加入血清或换成含血清的营养液。 Lipofectamine 2000(Invitrogen)转染试剂转染步骤（6孔板）： 1. 转染前一天，胰酶消化细胞并计数，细胞铺板，使其在转染日密度为90-95％。细胞铺板在2 ml含血清，不含抗生素的正常生长的培养基中。 2. 对于每孔细胞，使用250 ul无血清培养基（如OPTI-MEM I培养基）稀释4.0 ugDNA，轻轻混匀。 3. 使用前将Lipofectamine 2000转染试剂轻轻混匀，用250 ul无血清培养基（如OPTI-MEM I培养基）稀释10 ul Lipofectamine 2000转染试剂，轻轻混匀。Lipofectamine 2000稀释后，在5分钟内同稀释的DNA混合（<30分钟）。NOTE：若使用DMEM培养基，则需在5分钟内同稀释的DNA混合。 4. 混合稀释的DNA（第二步）和稀释的Lipofectamine 2000（第三步）。室温放置20分钟。 5. （optional）将6孔板中的旧营养液吸出，用无血清培养基清洗两次。加入2 ml无血清配养基。 6. 直接将复合物加入到每孔中，摇动培养板，轻轻混匀。 中保温24-48小时。无需去掉复合物或更换培养基。 7. 在37℃，5％CO 2 或者在4-5小时后更换培养生长基也不会降低转染活性。 8. 在细胞中加入复合物24-72小时后，分析细胞抽提物或进行原位细胞染色，检测报告基因活性。这依赖于细胞类型和启动子活性。对稳定表达，在开始转染一天后将细胞传代至新鲜培养基中，两天后加入筛选抗生素。进行稳定表达需要数天或数周。 贴壁细胞的稳定转染： 转染后24小时，将细胞以≥1:10的比例传代至新鲜培养基中，次日加入选择性培养基。 Lipofectamine 2000转染试剂转染步骤（24孔板）：

破乳的常用方法

破乳的常用方法 液-液萃取中非常重要的操作是急速地振动样品。此步骤可确保两相的完全接触，有助于质量传递。在分液漏斗发生完全的混合，产生大量的界面区域使得有效的分配出现。由于物质剧烈的振动，在液-液萃取中乳化现象经常发生，特别是那些含有表面活性剂和脂肪的样品。收集欲测物质必须先进行破乳。为 ，改变溶剂或了防止乳化形成，应用采取加热或加盐的方法破乳。通过改变K D 化学平衡作用的添加剂，诸如使用缓冲剂调节pH，盐调节离子强度等。用于破乳的常用技术如下： ①加盐； ②使用加热-冷却萃取容器； ③通过玻璃棉塞过滤乳化液样品； ④通过相过滤纸过滤乳化液样品； ⑤通过离心作用； ⑥加进少量的不同的有机溶剂。 在液-液萃取过程中，有机相、水相、乳化物和外力是乳化形成的主要因素，如果破坏乳化形成的条件就可以防止和避免乳化的形成。诸如，在脏器、血液等生物样品的萃取前，在研钵中先加入等量的无水硫酸钠与样品同时研磨，直至干沙状后，经有机溶剂萃取就不会发生乳化现象，而且可获得较高的萃取效率。但本法不适用溶液萃取。在水溶液样品中加入氯化钠使之饱和，再用有机溶剂萃取可有效地防止因为有机相与水相比重接近易引起的乳化现象。在生物体试样中含有蛋白、油脂等乳化物，它们具有降低有机相和水相界面张力的功能，将有机相液珠与水相粘合在一起，形成相对稳定的乳状液。如果除去这些乳化物就能避免乳化的形成。除去乳化物的方法很多，应当根据萃取的目的决定。例如，在萃取生物试样中不挥发性有机物时，常用的方法有：酸性乙醇浸取法、三氯乙酸沉淀蛋白法、冷冻除油脂法等均可除掉样品中的蛋白、脂肪等乳化物。此外，提高两相的体积比，一般地保持两相体积比为1：（5~10）时，可有效地防止乳化。在剧烈振摇时发生乳化，采用缓慢振摇可防止乳化。 在液-液萃取过程中发生乳化现象时，可根据乳化的程度采用适当的方法消除乳化。 如果样品出现高度乳化（即全部乳化），可采用离心法破乳。破乳率随离心转数的增加而增大，也随作用时间的延长而增大。通常采用2000r/min，作用 2min后的破乳率可达100％。但离心法不适用微乳液的破乳。也可以采用无水硫酸钠研磨法破乳，将乳浊液转入研钵中，使用无水硫酸钠研磨至沙状后再进行萃取可消除乳化现象。还可以采用蒸干法，将乳浊液置入蒸发皿中，于100℃沸水浴蒸干后，再用有机溶剂萃取。但本法不适用挥发性物质的萃取。

两种转染试剂转染 C2C12 细胞效率比较分

两种转染试剂转染 C2C12 细胞效率比较分精品论文 两种转染试剂转染 C2C12 细胞效率比较分 析 韦伟，赵元元，张维娅，赵书红，李新云 5 ,农业动物遗传育种与繁殖教育部重点实验室～华中农业大学～武汉 430070, 摘 要:C2C12 细胞是鼠的骨骼肌成肌细胞～常用于体外研究肌细胞成肌分化～研 究表明 C2C12 细 胞的转染效率较低～为了提高 C2C12 细胞的转染效率～建立理想的转染条件 ～本研究对 比分析了 FuGENE HD 和 Lipofectamine 2000 两种常用转染试剂的转染效 率。研究结果表明 10 FuGENE HD 转染寡核苷酸的效率比 Lipofectamine 2000 高～而转染 质粒的效率比 Lipofectamine 2000 低。另外我们还发现培养基中的血清会降低细胞的转染 效率。本研究结 果为提高 C2C12 细胞的转染效率提供了新的信息。 关键词:转染效率,寡核苷酸,质粒,C2C12 细胞 中图分类号:Q-33 15 Compare analysis of the transfection efficiency of two transfection regents in C2C12 Cells

Wei Wei, Zhao Yuanyuan, Zhang Weiya, Zhao Shuhong, Li Xinyun (Key Lab of Agricultural Animal Genetics, Breeding and Reproduction of Ministry of Education, 20 Huazhong Agricultural University, WuHan 430070) Abstract: C2C12 cells are the myoblast of mice, which are used as the model for investigating the differentiation of myoblast in vitro. The transfection efficiency of the C2C12 cells was not good in many studies. In order to improve the transfection efficiency of C2C12 cells and contribute an ideal condition of transfection. The transfection efficiency of two transfection reagents, FuGENE 25 HD and Lipofectamine 2000, was analyzed in this study. According the results, the transfection efficiency of FuGENE HD was higher than that of Lipofectamine 2000 when oligo nucleic acids was transfected, but it was lower than Lipofectamine 2000 when plasmid was transfected in the C2C12 cells. Also, we found that serum in cultured medium could inhibit the transfection efficiency. These results offered useful information for improving the transfection efficiency of 30 C2C12 cells. Key words: transfection efficiency; oligo nucleic acids; plasmid; C2C12 cells 0 引言 简转染是指将外源遗传物质转入到真核细胞内的过程。转染对现代分子生物学研究意义

细胞转染操作步骤

RNAi or siRNA Transfection 以24孔板为例，其余规格的转染见表1 1 中板，细胞密度为30-50%适宜。 注意：根据转染后细胞检测时间长短决定细胞中板密度，如果转染后需要长时间后检测，则细胞中板密度适当降低，已避免细胞过度生长导致存活降低。 2 第二天（24-36小时后）每个孔转染方式如下： A 将20pmol siRNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。 B 将1ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。 C 将A B两管混合，放置20min。 3 转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。将C管mix加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。 Plasmid DNA Transfection DNA(ug):lipo 2000(ul)=1:2-3 转染时细胞密度越高，转染效率，表达效率也越高，并且可以降低细胞毒性。 1 中板。 贴壁细胞：0.5-2X105 cells/well，第二天待细胞密度达到90%以上时转染 悬浮细胞：4-8X105 cells/well，中板后随即转染。 2 转染。 A 将0.8ug DNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。 B 将2ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。 C 将A B两管混合，放置20min。 转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。将C管mix

加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。 Table 1. Culture Shared reagents DNA transfection RNAi transfection 中板密度*Culture vessel Surf. area per well Vol. of plating medium Vol. of dilution medium DNA Lipofectamine ?2000 cell/well 96-well0.3cm2100ul2X25ul0.2ug0.5ul 0.5-2X105 cell/well 24-well2cm2500ul2X50ul0.8ug 2.0ul 1-3X105 cell/well 12-well4cm21ml2X100ul 1.6ug 4.0ul 2-3X105 cell/well 6-well (35mm) 10cm22ml2X250ul 4.0ug**10ul 8-10X105 cell/dish 60mm20cm24ml2X0.5ml8.0ug***20ul 2-3X106 cell/dish 10cm60cm215ml2X1.5ml24ug60ul *：中板密度根据不同细胞不同实验有所不同，这里仅提的数据仅供参

各种转染方法比较

各种转染方法比较 转染方法原理主要应 用 特点主要的厂家及产品 DEAE－葡聚糖法带正电的DEAE-葡聚糖与核酸 带负电的磷酸骨架相互作用形成 的复合物被细胞内吞 瞬时转 染 相对简便、重复比磷酸钙好,但对细 胞有一定的毒副作用,转染时需除血 清且一般只用于BSC-1,CV-1,COS 细胞系 Sigma-Aldrich(DEAE-Dextran Transfection Kit) DNA复合物吸附细胞膜稳定转 染,染瞬 转染 不适用于原代细胞（所需的DNA浓 度较高）,操作简便但重复性差,有些 细胞不适用 细胞建议用CSCL梯度离心，转染 是拷贝数较多 GIBCO BRL，Promega 阳离子脂质体法带正电的脂质体与核酸带负电的 磷酸基团形成复合物，然后脂质 体上剩余的电核与细胞膜上的唾 液酸残基的负电核结合；另一种 解释是通过细胞是内吞作用而被 进入细胞。(若DNA浓度过高， 中和脂质体表面电核，而降低了 与细胞的结合能力) 稳定转 染,瞬时 转染,所 有细胞 使用方法简单，可携带大片段DNA， 通用于各种类型的裸露DNA或 RNA，能转染各种类型的细胞，没 有免疫原性。虽在体外基因转染中 有很高的效率，但在体内，能被血 清清除，并在肺组织内累积，诱发 强烈的抗炎反应，导致高水平的毒 性，这在很大程度上限制了其应用 Invitrogen（Lipofectamine 2000，Lipofectamine， Lipofectin，Lipofectamine Plus，Cellfectin） Roche（Dosper，DOTAP，FuGENE 6） CPG Biotech Co（GeneLimo Plus，GeneLimo Super） Promega（Transfast，Tfx， Transfectam）

破乳的方法

2.1物理破乳技术 2.1.1.过滤样品：若水样混浊，悬浮物＞1%，过滤水样后进行分析可以减小乳化程度；本实 验室证明该方法简单且减轻乳化现象效果明显。 2.1.2.长时间静置：将乳浊液加盖放置过夜，一般可分离成澄清的两层；该方法普遍适用。 2.1. 3.水平旋转摇动分液漏斗：轻度乳化造成界面不清时，可将分渡漏斗在水平方向上缓慢 地旋转摇动，这样可以消除界面处的“泡沫”，促进分层；该方法简单易行，对于轻度的乳化现象有很好的消除效果。 2.1.4.用力甩摇分液漏斗：对于中度乳化现象的样品，如果水平旋转摇动分液漏斗无明显效 果，则可以盖上塞子，用力甩摇分液漏斗；该方法效果明显，片刻见即可出现沉降物，静置稍时，即可弃去絮状沉淀。 2.1.5离心分离：对于中重度乳化现象，将乳化混合物移入离心分离机中，进行高速离心分 离。实验证明该方法对于重度乳化现象效果明显且省时。 2.1.6用电吹风加热乳化层，该方法适用性不强，但是也具有一定的破乳效果。 2.1.7超声法破乳，该方法缺点是每次只能超声少量乳化液，且不能加热，要随时监视溢出 损失现象。 2.1.8冷冻法：将乳化液放入冰箱的冷冻室过夜，水被冷冻后，取出慢慢融化，即可破乳。 2.1.9乳化液过滤法：漏斗中放置少许玻璃棉（或脱脂棉）及无水硫酸钠，对乳化液和有机 相进行过滤，该方法应注意的是脱脂棉要进行丙酮的索氏抽提，确保污染的消除，另外为消除玻璃棉（脱脂棉）对目标物的吸附，可用多次少量有机溶剂辅助完全转移。 2.1.10添加重蒸水：当乳化现象严重，采用以上的一种或多种措施不能有效破乳时，转移 乳化液至清洁的另一个分液漏斗，加入3倍于乳化液的二次重蒸水，轻轻翻转2-3 次分液漏斗，静置让其分层；该方法经实验证明，配合其他破乳手段，有很好的效 果。 2.1.11. 如果液体样品严重乳化，可使用连续液液萃取仪进行样品萃取；该方法对于实验仪 器有一定的局限性 2.2化学破乳技术 2.2.1.采用比重接近l的溶剂进行萃取时，萃取液容易与水相乳化，这时可加入少量的乙醚， 将有机相稀释，使之比重减小，容易分层。 2.2.2.补加水或溶剂，再水平摇动：向乳化混合物中缓慢地补加水或溶剂，再进行水平旋转 摇动，则容易分成两相。至于补加水，还是补加溶剂更有效，可将乳化混合物取出少量，在试管中预先进行试探。这个比较有讲究，当你要的有机溶剂在上层，最好补加密度较小的乙醚，否则就补加密度较大的二氯甲烷或者氯仿。 2.2. 3.加乙醇：对于有乙醚或氯仿形成的乳化液，可加入5～10滴乙醇，再缓缓摇动，则可 促使乳化液分层。但此时应注意，萃取剂中混入乙醇，由于分配系数减小，有时会带来不利的影响。 2.2.4对于乙酸乙酯与水的乳化液，加入食盐、硫酸铵或氯化钙等无机盐，使之溶于水中， 可促进分层。另外，将乳化部分取出，小心地温热至50℃，或用水泵进行减压排气，都有利于分离。对于由乙醚形成的乳化液，可将乳化部分分出，装入一个细长的筒形容器中，向液面上均匀地筛撒充分脱水的硫酸钠粉末，此时，硫酸钠一边吸水，一边下沉，在容器底部可形成水溶液层。

转化和转染

转染和转化的区别 转染的定义是“将具生物功能的核酸转移或运送到细胞内并使核酸在细胞内维持其生物功能”。其中，核酸包括DNA（质粒和线性双链DNA），反义寡核苷酸及RNAi（RNA interference）。基因转染技术已广泛应用于基因组功能研究（基因表达调控，基因功能，信号转导和药物筛选研究）和基因治疗研究。 基因转染需要一定的转染试剂将带有目的基因的载体运送到细胞内。早期的磷酸钙转染法转染效率很低，且对很多细胞株无效，因此不能满足很多科研工作的需要。目前，最常用的转染试剂是阳离子脂质体和阳离子聚合物，它们在克服细胞屏障方面跟病毒有很相象的特征，容易透过细胞膜。其中，阳离子脂质体在体外基因转染中有很高的效率，然而在体内，它迅速被血清清除，在肺组织内累积，诱发强烈的抗炎反应，这将导致高水平的毒性，因此，在很大程度上限制了其应用。由于阳离子脂质体的局限性，阳离子聚合物转染试剂日益受到重视。 转化特指将质粒DNA或以其为载体构建的重组DNA导入细菌体内，使之获得新的遗传特性的一种方法。它是微生物遗传、分子遗传、基因工程等研究领域的基本实验技术之一。受体细胞经过一些特殊方法（如：电击法，CaCl2等化学试剂法）处理后，使细胞膜的通透性发生变化，成为能容许外源DNA分子通过的感受态细胞。进入细胞的DNA分子通过复制、表达实现遗传信息的转移，使受体细胞出现新的遗传性状。 由外来DNA引起生物体遗传性状改变的过程称为转化(transformation)。噬菌体常常可感染细菌并将其DNA注入细菌体内，也可引起细菌遗传性状的改变。通过感染方式将外来DNA 引入宿主细胞，并导致宿主细胞遗传性状改变的过程称为转染(transfection)。转染是转化的一种特殊形式。 基因工程:有目的的通过分子克隆技术，人为的操作改造基因，改变生物遗传性状的系列过程。 载体:能在连接酶的作用下和外源DNA片段连接并运送DNA分子进入受体细胞的DNA分子。 转化:指质粒DNA或以它为载体构建的重组DNA导入细菌的过程。 感染:以噬菌体、粘性质粒和真核细胞病毒为载体的重组DNA分子，在体外经过包装成具有感染能力的病毒或噬菌体颗粒，才能感染适当的细胞，并在细胞内扩增。 转导:指以噬菌体为载体，在细菌之间转移DNA的过程，有时也指在真核细胞之间通过逆转录病毒转移和获得细胞DNA的过程。 转染:指病毒或以它为载体构建的重组子导入真核细胞的过程。 基因转染 基因转染的定义是“将具生物功能的核酸转移或运送到细胞内并使核酸在细胞内维持其生物功能”。其中，核酸包括DNA（质粒和线性双链DNA），反义寡核苷酸及RNAi（RNA interference）。基因转染技术已广泛应用于基因组功能研究（基因表达调控，基因功能，信号转导和药物筛选研究）和基因治疗研究。 基因转染需要一定的转染试剂将带有目的基因的载体运送到细胞内。早期的磷酸钙转染法转染效率很低，且对很多细胞株无效，因此不能满足很多科研工作的需要。目前，最常用的转染试剂是阳离子脂质体和阳离子聚合物，它们在克服细胞屏障方面跟病毒有很相象的特征，容易透过细胞膜。其中，阳离子脂质体在体外基因转染中有很高的效率，然而在体内，它迅速被血清清除，在肺组织内累积，诱发强烈的抗炎反应，这将导致高水平的毒性，因此，

破乳的方法

液体硫化染料系列说明书

液体硫化染料与粉状硫化染料相比，具有品质稳定、染色效果统一、使用方便、色泽鲜艳和牢度好等优点，特别适合在深色色谱中使用，用其替代士林、活性等工艺，具有工艺流程短，成本低(价格比还原染料低二三十倍)，色谱全等特点，并对坯庛有一定遮盖作用，已日益为国内外染厂所接受，在美国等工业发达国家的染料市场几乎无粉状硫化染料的存在。 本品用于各类纤维素纤维及其混纺织物、纱线的染色。适用于浸染、轧染、卷染工艺。由于液体硫化染料制备染浴、轧浴可直接兑成染液，这样既减轻了工人的劳动强度，又避免环境污染。 一、染料及助剂品种 (一) 染料类 （B）配套助剂类：

二、应用方式:（1）染液的配备 染液|--软水升至所需温度(如用自来水可适量加点软水剂六偏磷酸钠) |--防氧剂J一79 X (用料见下表) |--渗透剂J—686 3—5g(根据织物毛效而定) |--液体硫化染料 Y(根据所需深度) (2)防氧剂J一79用量表：（本表仅为参考） 防氧剂用量与染料用量成反比，染浅色时，要适度多加，染深色时不加或少加。注意硫化蓝易氧化，防氧剂要适量加多，否则染色时会发生过早氧化，出现铜光浮色。 （一）轧蒸法 （1）工艺流程 浸轧染液（一般染料70℃、黑色90℃、蓝色、藏青50℃）→汽蒸（102—104℃）→水洗3-4格（溢流水，温度分别为40℃、50℃、50℃、60℃）→氧化1格（70℃）→水洗2格(温度为50℃) →皂洗1格(温度为95℃，如设备不是8格，则皂煮可以忽略) →水洗1格(冷水)→烘干 （2）轧蒸法补充追加率（轧槽中的补充液追加，最好要有喷淋管均匀加入，见下表）

各种转染试剂中文说明

FuGENE6（Roche）转染步骤: 转染前一天将细胞分至培养板，转染当天细胞应50-80％融合。将细胞以1-3×105/2ml接种于6孔板后孵育过夜将达到如此密度。 将FuGENE6 Reagent在室温孵育10-15分钟。使用之前将FuGENE6颠倒混匀一下。 1.在PCR管中加入不含血清和双抗的营养液以稀释FuGENE6，直至总 体积到100ul。 2.将3-6ul FuGENE6 Reagent直接加入营养液，轻弹管壁混合。 3.加入1-2ug的DNA溶液（0.02－2.0ug/ul），轻弹管壁混合。 4.室温孵育20分钟。 5.将6孔板中的旧营养液吸出，加入约1ml不含血清和双抗的营养液 洗涤一次，再加入2ml不含血清和双抗的营养液。 6.将转染复合物加入细胞，混匀使之均匀分布。 7.3-8小时后，加入血清或换成含血清的营养液。 Lipofectamine 2000(Invitrogen)转染试剂转染步骤（6孔板）： 1.转染前一天，胰酶消化细胞并计数，细胞铺板，使其在转染日密度为90-95％。 细胞铺板在2ml含血清，不含抗生素的正常生长的培养基中。 2.对于每孔细胞，使用250ul无血清培养基（如OPTI-MEM I培养基）稀释 4.0ugDNA，轻轻混匀。 3.使用前将Lipofectamine 2000转染试剂轻轻混匀，用250ul无血清培养基（如 OPTI-MEM I培养基）稀释10ul Lipofectamine 2000转染试剂，轻轻混匀。 Lipofectamine 2000稀释后，在5分钟内同稀释的DNA混合（<30分钟）。 NOTE：若使用DMEM培养基，则需在5分钟内同稀释的DNA混合。 4.混合稀释的DNA（第二步）和稀释的Lipofectamine 2000（第三步）。室温放 置20分钟。 5.（optional）将6孔板中的旧营养液吸出，用无血清培养基清洗两次。加入 2ml无血清配养基。 6.直接将复合物加入到每孔中，摇动培养板，轻轻混匀。

两种传代方法影响人胚胎干细胞转染效率的比较

《中国组织工程研究》 Chinese Journal of Tissue Engineering Research 72 ·研究原著· 孙莉，女，1990年生，江苏省靖江市人，汉族，在读硕士，主要从事细胞生物学和分子生物学方面的研究。 通讯作者：魏建峰，博士，副教授，江苏省脑病生物信息重点实验室，江苏省徐州市 221004；徐州医科大学基础医学院组织胚胎学教研室，江苏省徐州市 221004 文献标识码:A 来稿日期：2019-03-19 送审日期：2019-03-27 采用日期：2019-05-31 在线日期：2019-09-26 Sun Li, Master candidate, Jiangsu Key Laboratory of Brain Disease Bioinformation, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China; School of Nursing, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China Corresponding author: Wei Jianfeng, MD, Associate professor, Jiangsu Key Laboratory of Brain Disease Bioinformation, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China; Department of Histology and Embryology, School of Basic Medical Sciences, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China 两种传代方法影响人胚胎干细胞转染效率的比较 孙 莉1， 2，纵艳艳1，魏建峰1， 3 (1江苏省脑病生物信息重点实验室，江苏省徐州市 221004；徐州医科大学，2护理学院， 3基础医学院组织胚胎学教研室，江苏省徐州市 221004) DOI:10.3969/j.issn.2095-4344.1870 ORCID: 0000-0002-1800-8057(孙莉) 文章快速阅读： 文题释义： 胚胎干细胞：是一类起源于胚胎发育早期囊胚内细胞群中未分化的细胞，具有自我更新、无限增殖和多向分化的潜能。 转染：是真核细胞主动或被动导入外源DNA 片段而获得新的表型的过程。 摘要 背景：现有方法将外源分子如DNA 导入到人胚胎干细胞用于科学研究的效率普遍较低，如何优化现有条件，提高转染效率显得尤为重要。 目的：比较两种不同的传代方法对人胚胎干细胞系H9转染效率的影响，优化胚胎干细胞转染条件。 方法：人胚胎干细胞系H9分别采用小克隆传代法和单细胞传代法进行传代，传代后继续培养细胞48 h ，用Lipofectamine 3000转染pAdTrack-AKT1荧光质粒2 d 后，荧光显微镜下观察荧光质粒的表达，流式细胞仪检测人胚胎干细胞的转染效率；RT-qPCR 和Western blot 分别检测转染后AKT1在mRNA 和蛋白质水平的表达。 结果与结论：①荧光显微镜下观察发现单细胞传代组表达荧光质粒的细胞数量更多，流式细胞仪检测单细胞传代法的转染效率[(47.18±2.00)%]高于小克隆传代法的转染效率[(19.52±0.86)%]，差异有显著性意义 (P < 0.01)；②单细胞传代组转染后AKT1 mRNA 和蛋白的表达均高于小克隆传代组，差异有显著性意义 (P < 0.01)；③结果表明，采用单细胞传代法，增加细胞与转染试剂脂质体的接触面积可提高人胚胎干细胞的转染效率。 关键词： 人胚胎干细胞；小克隆传代法；单细胞传代法；脂质体转染；转染效率 中图分类号：R459.9；R394.2；R318 基金资助： 江苏省高校自然科学基金(14KJB310021)，项目负责人：魏建峰；江苏省脑病生物信息重点实验室开放课题(JSBl1403)，项目负责人：魏建峰 Comparison of two passage methods affecting the transfection efficiency of human embryonic stem cells Sun Li 1, 2, Zong Yanyan 1, Wei Jianfeng 1, 3 (1Jiangsu Key Laboratory of Brain Disease Bioinformation, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China; 2School of Nursing, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China; 3Department of Histology and Embryology, School of Basic Medical Sciences, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, Jiangsu Province, China) Abstract BACKGROUND: In the research of human embryonic stem cells, introducing exogenous molecules such as DNA into cells is a common research method, but the transfection efficiency is relatively low. It is crucial to answer the question of how to optimize the existing conditions to improve the transfection efficiency. OBJECTIVE: To compare the effects of two different passaging methods on H9 transfection efficiency, in order to 人胚胎干细胞 单细胞传代法

转染实验方法 (全)

转染实验方案 1.LB培养基的配制：500ml（5皿+2锥形瓶） 准备：500ml玻璃瓶1个，250ml玻璃瓶2个，500ml容量瓶一个，平皿5个 称取：酵母浸提液 5.0g 蛋白胨10.0g 氯化钠10.0g 实验操作： 混合后加去离子水（或注射用水）水400ml，待充分溶解后加水定容至500ml，取100ml 做固体培养基用装入A瓶，余下装入500ml B瓶中（400ml/瓶） 称取1.5g琼脂粉加入A瓶中 另取一瓶（C瓶）接100ml水（稀释氨苄西林用） 将以上3瓶高压灭菌：121°C , 30min 取氨苄西林一支：规格：1g/支 加水于安瓶中溶解后，移入C瓶中，浓度：10mg/ml 按照50μg/ml氨苄西林的浓度加到A B C三瓶中 A瓶：0.5ml（即为LB固体培养基）——松弛型100μg/ml,严紧型50μg/ml B瓶：2ml（即为LB液体培养基） 将A瓶按20ml/平皿，分别移到5个平皿中，待冷却后即为固体培养基。 用膜封口放入4℃保存。 2.感受态转化与培养（TOP10） 准备：37℃摇床，37℃烘箱，10cm培养皿（LB琼脂凝胶+氨苄=50 ml LB+0.75 g琼脂+50μl氨苄），冰盒，42℃水浴,无菌牙签，氨苄溶液40~60 μg/ml 实验前：水浴调至42℃，SOC培养液放至室温，LB加氨苄培养皿于37度烘箱中加热半小时 实验操作： 1)将质粒短暂离心后迅速放入冰浴中 2)冰上解冻TOP10 3)吸取1到10μl质粒加入TOP10中，轻轻敲打混匀（切记不可用移液枪混匀）。剩 余的质粒可储存于-20℃中 4)冰上孵育TOP10离心管30min。 5)42℃水浴30s（精确），不要晃动离心管 6)迅速转入冰浴2-3min，加入250μl预热的soc溶液，保证过程无菌 7)37℃摇床水平225 rpm摇1h 8)吸取200μl用三角耙铺板（最好同时做不同加入量的2个皿，LA培养皿预热）， 剩余溶液储存于4 ℃ 9)正置20min，倒置37 ℃培养过夜 10)第二天取出平皿，观察菌落，选择较大菌落，用牙签挑取菌落放入对应的试管中， 加入15 μl氨苄西林（C瓶母液），最后加3ml LB液体培养基，试管放架子上37 ℃ 摇4-6 h（预培养） 11)按照培养基：菌液=200ml：2ml进行转菌，剩余菌液放入EP管中-20℃保存（复苏 加时100μl菌液预培养）。37℃摇床过夜（约12h），收集菌体。

细胞转染的各种方法比较

细胞转染的各种方法比较 梭华-Sofast TM 基因转染试剂 （高效率和细胞毒性低的聚阳离子转染试剂） 梭华-Sofast TM 是新一代的阳离子聚合物基因转染试剂，梭华-Sofast TM 具有高效率转染所必备特征，如浓缩DNA ，将DNA 运送到细胞内，并使其在细胞核内释放等；梭华-Sofast TM 的细胞毒性很低，这是它的另一个重要特点；而且与其它转染试剂相比，梭华-Sofast TM 很稳定，不被血清清除。以上优点使得基因转染的操作简便易行，重复性好。梭华-Sofast TM 已被成功应用于很多原代培养细胞和转化细胞株的基因转染。 一. 特点 ★ 转染效率高且稳定，比目前常用产品高10%。 ★ 细胞培养基中的血清存在与否，均能获得高效率转染。 ★ 细胞毒性低。 ★ 转染程序简单，转染前后无需更换培养基转染实验可以在半小时内完成。 ★ 价格比进口产品便宜60%。 ★ 完善的技术支持，保证质量，无效退货。 二. 效果比较 将梭华转染试剂与其它公司的聚阳离子转染试剂和常用的脂质体转染试剂分别在常用 的报告基因如GFP 、荧光素酶基因和LacZ 基因的转染效率方面作了对比。 实验表明: 1. 梭华-Sofast TM 具有很高和稳定的转染率，是一种很好的基因转染试剂。对某些常用的细胞株梭华-Sofast TM 转染率高于某常用阳离子脂质体，对其他多数细胞株的转染效率相近。 2. 需特别指出梭华-Sofast TM 在原代培养细胞HUV-EC 中有较高的转染效率，而大多数阳离子脂质体对此细胞的转染效率很低。 3. 通过检测转染细胞荧光素酶基因的活性，测定其转染效率。实验表明梭华转染试剂具有最高的转

原油乳状液的破乳机理及破乳方法

原油乳状液的破乳机理及破乳方法 摘要：归纳了近年来对原油乳状液破乳机理和破乳方法的研究进展，介绍了各种方法的特点、破乳机理和发展现状，对今后乳状液破乳工作的发展提出了建议。 关键词：原油乳状液破乳机理破乳方法 原油乳状液的稳定性主要取决于油水界面膜，近年来，随着原油开采进入中后期，采油技术的不断开发和应用，大量的表面活性剂用来驱油，使得原油组成变得更加复杂，因此不断深入研究原油乳状液的破乳机理及新的破乳方法对油田的持续开发具有重要意义。下面对原油乳状液的破乳机理及破乳方法的研究情况做了归纳，希望对广大油田科研工作者提供参考。 一、原油乳状液的破乳机理 目前，由于原油乳状液的形成及稳定性的因素复杂，以及影响原油乳状液破乳的因素众多，以致原油乳状液破乳的机理没有完全弄清楚。破乳就是破坏乳状液的稳定性，将其从稳定体系变成不稳定体系，最终达到脱水目的。人们在长期的实践中，总结了一些破乳剂的作用机理： 1.顶替或置换机理 这种机理认为：破乳剂加入到原油乳状液后，由于破乳剂比乳状液的成膜物质具有更高的表面活性，所以能迅速吸附到油水界面上，将部分原成膜化合物顶替出来，形成新界面膜强度比原来界面膜强度低，减弱了界面膜的稳定性，从而促进原油乳状液的破乳。这种机理已经被大多数学者认可。 2.反相作用机理 这种机理认为，向乳状液中加入破乳剂，发生了相转变，即使原来的稳定油包水型乳状液类型转变为与其相反的乳状液类型，破乳剂的作用是充当水包油型乳化剂，在发生相转变的时候水由于受重力的作用而脱出。 3.润湿增溶机理 这种机理认为破乳剂分子对乳状液的乳化膜有很强的溶解能力，从而破坏界面膜。破乳剂分子可以润湿成膜物质，这种润湿包括水湿和油湿，分别使成膜物质向水中或油中溶解，从而破坏界面膜。这类破乳剂也可被称作增溶剂。 3.絮凝-聚结机理 絮凝作用是指分子量较大的破乳剂分子可将原油乳状液中的分散水滴聚集