病理生理学实验指导
病理生理学实验指导
广州中医药大学病理教研室
2004年1月
第一章绪论
一、病理生理学实验的特点
病理生理学是沟通基础医学和临床医学的桥梁课程，是医学基础理论的主干学科之一。病理生理学的任务是研究疾病发生的原因和条件，并主要从机能和代谢变化的角度为探讨疾病发生、发展和转归的一般规律及其机制。它不仅是一门理论性很强的学科，同时也是实践性很强的实验学科。
病理生理学的研究方法，主要可分为动物实验、临床实验和观察、疾病流行病学调查等几个方面。临床观察主要是观察疾病的现象，而临床实验由于受到法律和道德的限制，只能在不损害病人健康的前提下，有选择性做一些不耽误病情、不增加病人痛苦和负担的实验。为了深入揭示病发生、发展的机理，必须人为地严格控制实验条件，在动物身上复制各种疾病和病理过程，观察和记录各种病理和生理变化及其发展过程，用生理学、生物化学和免疫学等实验方法，用形态等基本技术去观察与测定其功能和代谢变化，探讨其发生机理。然后将获得的资料与人的疾病表现进行比较分析，作为临床医学的重要参考和借鉴，并从中引出疾病发生、发展的规律。因此，动物实验是病理生理学研究中最主要和最基本的实验方法。
病理生理学实验教学中以动物实验为主，其形式有两种：
（一）急性实验
这种实验可以在短时间内完成，也是在实验教学中最常用的方法。因为实验课的时间有限，所以选择在2-3小时内能够做出结果的实验，这样才可以完成实验和观察，有始有终。急性实验的优点是：不需要严格的无菌操作，比较简单和方便，可以在短时间内通过手术或药物等方法在动物身上造成病理性损伤，或通过复制特定的疾病模型，观察各种机能代谢变化特点，阐明相关的部分理论。因此，急性实验适用于某些病程较短的疾病或用于观察疾病过程中某一阶段的机能变化。
急性实验的缺点是：①观察时间短，使观察不够全面。实验后，动物大都死亡，难以进行长期观察；②动物实验多在全麻或局麻下进行，尤其是全麻的动物，因为高级神经活动对整体调节机能的改变，影响了组织器官的机能与代谢变化，而同时还要进行必要的手术操作，如剥离血管、暴露器官、打开胸腔或腹腔等，这些手术也对机体有一定的影响，因此急性实验不能完全和准确地反映动物在生理条件下的功能活动规律，主要适用于某些病程较短的疾病或用于观察疾病过程中某一阶段的改变。
（二）慢性实验
对动物进行短时或持续人为的致病因素干预后，在接近自然的生活条件下，对疾病全过程中的机能活动变化进行长期动态的观察。其优点是：①实验时在无菌条件下进行手术，等动物恢复后，再进行主要的实验观察。因此，动物接近正常的活动状态，故观察的结果也较符合临床疾病病理过程的客观实际；②可进行长时间、全面、系统的观察，对病程中的机能和代谢等变化进行综合分析研究，同时也可应用于各种实验性治疗的研究。但在教学实践中，这种方法因受教学时间限制，不可能进行长期观察，因而受到一定的限制。
急性实验和慢性实验，各有一定的优缺点，我们应根据不同的实验目的和要求，采用不同的实验方法。在实际应用时，还需要严格的综合性的实验设计方案，方能得出较为全面和有价值的实验资料。
病理生理学实验中所采取的观察指标，其性质有以下3种：
⑴机能性的：如血压、呼吸、心率、体温及全身状态等。
⑵代谢性的：如血、尿肌酐、血浆纤维蛋白原、血浆酸碱参数（pH、[HCO3]）和血液气体含量等的测定。
⑶形态结构性的：根据形态改变，来判断心腔扩张和肺水肿是否存在，用显微镜观察休克过程中微循环的改变等。
以上三类指标具有相互的内在联系，这一点是应该注意的。
二、病理生理学实验的目的和任务
（一）培养“理论来自实验”的科学观点
⑴加深、验证和巩固部分课堂讲授的理论知识，培养学生理论联系实际的能力。
⑵综合运用生理学、药理学和生物化学等学科的相关知识和实验方法，使学生初步建立整体、全面、系统的人体观和疾病观。
⑶培养学生勤于动手、敏于观察、科学分析和独立工作的能力，初步养成对科学工作的严肃态度、严格要求、严密工作、团结协作以及实事求是的工作作风。
（二）训练基本实验技能
⑴学习在动物身上复制典型病理过程和人类疾病模型的基本原理和实验方法，掌握病理生理学常用的基本实验技术，学会观察、记录、分析实验结果及书写实验报告的基本方法。
⑵通过具体操作和实验设计、通过对所得结果的分析综合，提高独立思考和独立工作的能力，为进行科学研究工作打下一定基础。
⑶通过实验报告的书写，使学生的科学论文写作能力得到初步训练。
（三）提高学生的综合能力
⑴掌握获得实验资料一致性和可靠性的一些基本原则，训练学生独立进行动物实验设计的技能，以培养严肃的科学态度、严谨的科学作风和严密的科学思维方法。
⑵通过典型病例讨论，培养学生分析病例的能力和对所学知识的综合运用能力，为临床实践打下初步基础。
三、病理生理学实验的基本要求
（一）实验前应做的准备工作
⑴复习教材及笔记的有关内容，预习实验教程内的有关实验，熟悉该次实验的目的、方法和步骤，充分理解实验的意义。
⑵检查实验仪器、手术器械和药品是否齐全，如有缺失、损坏，应及时报告老师以便更换和补充。
（二）实验过程中应注意的问题
⑴严格遵守实验室规则，保持安静和良好的秩序，尊重教师指导。
⑵认真听取老师的讲解，确立严谨、诚实的科学态度，按照实验方法和步骤，进行正规和准确的技术操作。
⑶小组各成员应有明确分工，但同时应重视合作，使每人都能得到应有的技能训练。
⑷耐心、细致地观察实验中出现的每个现象；而且要准确、及时、客观地记录，在没有获得预期结果时，也应据实记录。整个实验过程都不得敷衍、马虎和主观臆测。
⑸必须伴随整个实验过程进行积极主动的科学思维，力求了解每个步骤和每个现象的意义。
⑹爱护实验器材，注意节约药品和试剂，尽量减少对动物的不必要损伤。
⑺放置好实验器材，力求保持实验台面的整洁，做到有条不紊。
（三）实验结束后的工作
⑴洗净、擦干、清点手术器材并放回原处，打扫整理实验室，关好门窗、水电。
⑵把动物集中或送回动物室。
⑶整理实验记录，认真分析实验结果，按时、独立地完成实验报告。
四、实验报告内容和项目要求
实验报告的书写是一项重要的基本技能训练；它不仅是对每次实验的总结，更重要的是它可以培养和训练学生的逻辑归纳能力、综合分析能力和文字表达能力，是科学论文写作的基础。因此，参加实验的每位学生，均应及时认真地书写实验报告，要求内容实事求是，分析全面具体，文字简练通顺，誊写清楚整洁。
实验报告的格式如下：
姓名、年级、班组（或第几实验室）、实验日期（年、月、日）、室温；
实验名称
实验目的
实验动物：种属、性别、体重、毛色
实验方法和步骤：简要写出主要实验方法，如实验操作改动较大，应详细叙述。
实验结果：根据实验目的将原始记录系统化、条理化。其表达方式一般有3种：
⑴叙述式：用文字将观察到的与实验目的有关的现象客观地加以描述。描述时需要有时间概念和顺序。
⑵表格式：能较为清楚地反映观察内容，有利于相互对比。每一图表应说明一定的中心问题，应有表目和计量单位。
⑶简图式：实验中描记的血压、呼吸等可用曲线图表示；也可取其不同的时相点，用直线图表示。
在优秀的实验报告与论文中，常三者并用，以得到最佳效果。
实验结果的分析与讨论应包括：
⑴以实验结果为论据，论证实验目的。
⑵实验结果揭示了哪些新问题，如果出现“异常现象”，应加以分析。
结论
结论不是具体实验结果的再次罗列，也不是对今后研究的展望，而是针对这一实验所能验证的概念、原则或理论的简明总结，是从实验结果中归纳出的一般性、概括性的判断，要简练、准确、严谨、客观。
实验报告内容力求简练，全部内容一般应控制在1000字以内。
第二章实验动物
实验动物是指根据科学研究需要，有目的、有计划进行科学育种、繁殖和饲养的专供生物医学实验的动物。高质量的实验动物通过遗传学与微生物学等控制手段，培育出来的动物个体，具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性，可广泛用于生物学、医学及药学科研与教学，由实验动物获得的实验资料可以为生物医学研究提供丰富而有价值的参考。
第一节实验动物的应用
一、常用实验动物的种类及特点
（一）青蛙和蟾蜍
青蛙和蟾蜍均属于两栖纲、无尾目、蛙科或蟾蜍科，是教学实验中常用的小动物。蛙类的心脏在离体情况下仍能较长时间有节奏的收缩博动，常用于观察药物对心脏的作用和心功能不全实验。蛙舌、肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本，坐骨神经腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉接头或横纹肌的作用。此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验研究。
（二）小白鼠
小白鼠属于脊椎动物门、哺乳纲、啮齿目、鼠科，其品系较多，是医学实验中用途最广、使用最频繁的动物。小白鼠成熟早、产仔多、繁殖快、体型小，便于饲养管理并且价格低廉，温顺易捉、操作方便，故应用极广，特别适用于需要大量动物的实验，如药物筛选，半数致死量和药物的效价比较等。小白鼠能复制出多种疾病模型，如肿瘤、免疫缺陷、器官移植等，可用于实验性肿瘤、缺氧等病理模型；在各种药物、血清的疫苗等生物鉴定工作中也被广泛应用。
（三）大白鼠
大白鼠在生物分类学上也属于鼠科，性情不如小白鼠温和，受惊时易咬人，具有小白鼠的其他优点。在动物进化上大白鼠更接近于人类，而体积较小的大白鼠，更便于操作。对许多药物的反应常与人类一致，尤其是对使人类致病的病毒、细菌等非常敏感。因此，大白鼠广泛用手高级神经活动、心血管、内分泌、实验性肿瘤及放射病等的实验。还可用于药物代谢、药物筛选和药物鉴定实验。水肿、炎症、休克、心功能不全、黄疸和肾功能不全动物模型也常采用大白鼠。常用的品系有Sprague-Dawley（简称SD）大白鼠、Wistar大白鼠、自发性高血压（简称SHR）大白鼠等。
（四）豚鼠
豚鼠属于哺乳纲、啮齿目、豚鼠科，又名天竺鼠、荷兰猪，原产于南美洲。性情温顺，胆小怕惊。豚鼠自身不能合成维生素C，且对抗菌素和组胺特别敏感，常用于细菌学和免疫学实验。对结核病亦敏感，故也进行抗结核药的研究，病理生理学中常还可用于钾代谢紊乱、酸碱平衡紊乱等疾病模型。
（五）家兔
家兔属于哺乳纲、兔形目、兔科，为草食动物，是教学、科研最常用的实验动物。家兔性情温和、柔顺，胆小怕惊。繁殖能力强、但抗病力稍差。家兔可广泛用于药物鉴定、疾病防治等实验，如心脏、血压、呼吸等方面疾患、体温、热原检查、避孕药研究以及农药中毒的解救等。家兔的品系也很多，常用的主要有新西兰白兔、青紫兰兔、大耳白兔、中国白兔等品种，可用于水肿、钾代谢紊乱、酸碱平衡紊乱、炎症、缺氧、休克、发热、DIC、心力
衰竭、呼吸衰竭、肾功能不全等几乎所有的病理生理学实验。
（六）狗
狗属于哺乳纲、食肉目、犬科，为杂食动物，易驯养、对环境适应能力强、狗的视觉、听觉、嗅觉很敏感，且具有较发达的血液循环系统和神经系统，有基本和人相似的消化过程。因而狗是目前教学和科研工作中应用较广泛的动物之一，用于冠状动脉血液循环、高级神经活动实验以及高血压、放射病、体外循环、临床药物毒性实验等。
（七）猪
猪属于哺乳纲、偶蹄目、野猪科，在解剖学、生理学、疾病发生机制等很多方面与人极为相似，在生命科学领域中的使用率越来越高，品种繁多，较常用的是小型猪和微型猪。但价格较高。
（八）猕猴
猕猴属于哺乳纲、灵长目、猕猴科，又名恒河猴。与人极为相似，主要用于生殖、神经、消化等系统的实验研究。价格较高。
二、动物的捕捉与固定
（一）一般不需戴手套捉拿。捉拿3周内的仔鼠时，可轻轻提执从耳后至背部皮肤。生后4周以上小鼠，可轻执尾部，用左手拇指、食指和中指抓住小鼠两耳后项背部皮毛，以无名指和小指夹住鼠尾。（图3-1）
（二）大白鼠
大白鼠性烈，齿锋利，捕捉时要提防被它咬伤。可用海绵钳夹住其项背部皮毛（切勿夹住尾巴），或戴厚手套，抓住其尾巴，从鼠笼提出放在实验台上，以左手握住其整个身体后进行操作，若需手术，可以麻醉后绑在固定板上。（图3-2）
（三）家兔
家兔性驯良、易捕捉。自笼中取出时，应用手抓住其
项背近后颈处皮肤，提离笼底。若家兔肥或怀孕，应再以
另一手托住其臀部，将其重心承托在掌上（图3-4）。切忌
强提兔耳或抓某一肢体，强行从笼中拖出。兔脚爪锐利谨
防抓伤。
将兔仰卧时，一手仍抓住颈皮将兔翻转，另一手顺腹
部抚摸至膝关节，再行捆绑固定，可用兔台和兔盒固定家
兔。
1．兔台固定
在需要观察血压、呼吸和进行腹、胸、颈部手术时使用。先在四肢捆好固定带，后肢系在踝关节以上，前肢系在腕关节以上，将兔仰卧位置放在兔台上，头部用兔头器固定，前肢和后肢分别固定在兔台旁。（图3-5）
2．兔盒固定
作兔头部操作，如耳缘静脉注射或取血，将兔固定于盒内，使兔头伸出兔盒前壁凹形。关上兔盒盖即可。（图3-6）
三、实验动物去毛方法
动物去毛是动物手术视野的皮肤准备之一，去毛范围应大于手术视野，不管用哪种方法去毛，原则是不要损伤皮肤的完整性，常用方法有以下几种。
（一）剪毛法
用剪刀紧贴皮肤依次剪去被毛，并用温纱布擦去剪好部位留下的毛，剪下的毛应集中放入有盖的容器内，防止到处飞扬而影响手术视野的清洁。切忌一手提起被毛，另一手剪，这种容易剪伤皮肤，剪后留下的毛根也长短不一。
（二）拔毛法
一般用于家兔和狗的静脉注射，拔毛可刺激局部皮肤，有使血管扩张的作用。
（三）剃毛法
大动物慢性手术时需剃毛，剃毛前可先将毛剪短，用刷子蘸肥皂水将需剃毛的部位刷湿，然后用剃须刀顺毛剃净。
（四）脱毛法
脱毛法多用于无菌手术。在脱毛处先剪短被毛，用镊子夹棉球蘸脱毛剂在局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干局部，涂一层凡士林即可。脱毛剂常用配
方有：
⑴硫化钠3份，肥皂粉1份，淀粉7份，加水调成稀糊状备用。
⑵硫化钠8g加水至100ml，配成8%溶液备用。
⑶硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5ml，硼砂1g，水75ml，配成糊状备用。
四、实验动物的给药途径和方法
（一）口腹和灌胃给药
适用于大、小白鼠、豚鼠、兔和狗等动物。口服法将药放入饲料和饮水中，让动物自行摄取。为保证剂要准确，多采用灌胃法。常用方法如下：
1．小白鼠
右手提住小鼠颈背部皮肤，用无名指或小指将尾巴紧压于掌上，使腹部朝上。右手持灌胃器（通常由1-2ml注射器连接磨钝的注射针头构成），先从鼠口处插入口腔，然后用灌胃器压其头部，使口腔和食道成一直线后，再将针管沿上腭徐徐送入食道；当稍有抵抗感时，此时位置约在食道通过膈肌部位，即可注入药液。（图3-8）
若此时动物安静，呼吸无异常，提示注射正确，若动物强烈挣扎，可能针头未进入胃内，应拔出重插。若插入气管，注药后动物立即死亡。注药后轻轻拔出灌胃管，一次给药量为0.1-0.3ml/kg体重。操作应轻柔，以免损伤食道和膈肌。
2．大白鼠
大白鼠灌胃方法同小白鼠，但一般采用5-10ml注射器，配以6-8cm长，直径1.2mm、尖端为球状的金属灌胃管，为防止插入气管，可将注射器的内栓轻轻回抽，证实无空气逆流后方可注药。一次给药量为1-2ml/kg体重。
3．家兔
⑴口服给固体药物时，将家兔置于台上，以左手掌从背部握住家兔的头颈部固定之，以拇指和食指压迫其口角使口张开，用镊子夹住固体药物，放进家兔舌根部，使动物迅速闭口而咽下，证实其咽下后方可松开。
⑵灌胃：家兔灌胃器为导尿管配以木制开口器而成。灌胃时需两人合作。
一人坐好，将兔的躯体和下肢夹在两腿之间，左手握紧双耳，固定头部，右手抓住其前肢。
另一人将兔用开口器横放于兔口中，并将舌头压在开口器下方，再将导尿管通过开口器中的小孔沿上腭徐徐插入食道16-20cm处。然后将导尿管的外口端放入清水杯中，若无气泡逸出，证明导管在胃内，可注药，注完药后再注入少许清水，将胃管内的残余药液冲入胃内。否则，应拔出重插。灌胃完毕，应先拔出导尿管，再取开口器。
（二）注射给药
1．皮下注射
通常用左手提起皮肤，右手将针刺入皮下，然后注射。
小鼠注射部位为背部皮下，大鼠则多选背部及大腿部皮下，豚鼠还可选择肩部；家兔和狗多以背部为佳。
2．皮内注射
先在注射部位剪毛、消毒，然后用左手拇指和食指把皮肤按紧，在两指间用针头沿皮肤表浅层刺入。若注射成功，注药处出现一白色小皮丘。
大白鼠和豚鼠注射部位一般选用背部或腹部皮肤注射。
3．肌肉注射
一般多选臀部或股部等肌肉发达处。注射时将注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中回抽无血液，即可注入药液。
4．腹腔注射
固定动物，将针头自下腹部刺入皮下，再穿过腹肌，进入腹腔。无回血，即可将药物缓缓注入，切勿刺入肝脏和肠腔。
5．静脉注射
⑴小白鼠和大白鼠多采用尾静脉注射。鼠尾静脉有3根，两侧和背部各1根。左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择使用。注射前先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾外露，在40-50℃热水中浸泡，或用二甲苯涂擦，使血管扩张。以左手食指压住鼠尾，拇指和中指夹住尾巴末端，右手持注射器接4号针头，从尾下1/4处静脉穿刺，若针在静脉内，则推药无阻力。否则局部皮肤隆起发白，应拔出针头重新穿刺。注射完毕后，将尾巴曲折按压片刻止血，需反复静脉注射时，宜从尾端开始，逐渐向尾根部移动。
大鼠还通常采用舌下静脉注射。一般是先将动物麻醉，再将舌拉出行静脉穿刺。
⑵家兔常采用舌下静脉注射。兔耳外侧缘为静脉，中央为动脉。注射前应先拔去注射部位的毛，用手指轻轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住兔耳近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持针，尽量从远心端刺入，然后移动右手拇指固定针头，将药液推入。（图2-17）
五、实验动物的麻醉和处死
（一）麻醉
实验动物的麻醉分为局部麻醉和全身麻醉两种。
1．局部麻醉
常用1%普鲁卡因溶液，在计划手术切口部位作浸润注射。注射时，将针尖循切口方向刺入皮下，回抽无血液，然后边注射边将针头向外抽拉，直至切口全部浸润。如做兔颈部手术可用1%普鲁卡因2-3ml，股三角区仅用1-2ml。
2．全身麻醉
可分为吸入麻醉和注射麻醉。
⑴吸入麻醉吸入麻醉常用于小白鼠、大白鼠和豚鼠等小型实验动物，麻醉药物多采用乙醚。将动物放入倒扣的烧杯或干燥器内，内盛一块浸透乙醚的脱脂棉，一般情况下20-30秒后动物即可进入麻醉状态。麻醉程度可从动物的状态来大致判定，如出现大而深的呼吸，则有麻醉致死的危险。
⑵注射麻醉①腹腔注射：小白鼠、大白鼠和豚鼠腹腔注射常用药物为戊巴比妥钠，注射剂量为30-40mg/kg，麻醉持续时间约为60分钟。必要时可追加注射0.02-0.05mg/100g 体重。②静脉注射：常选用戊巴比妥纳、乌拉坦和盐酸氯胺酮。常用剂量见表1-1
表1-1 常用麻醉剂的用法及剂量
静脉注射宜缓慢，其原则是先注射麻药总量的3/4，若动物瞳孔缩小到原来的1/4，肌肉松弛，呼吸稍慢，则所用麻醉剂量已足够；若不够，则隔1分钟后再每20秒注射少量，直至将总量注射完为止。如若动物还没完全麻醉，可在5分钟后再注射少量，以达到足够的麻醉深度。动物挣扎时，常会出现耐药性，若此时加大剂量，稍后则可能会出现麻醉过甚，故应谨慎！
若麻醉后动物苏醒，还需继续麻醉，可视动物情况，补充原来剂量的1/4-1/2。
用戊巴比妥麻醉药过量时，可皮下注射印防已毒素1mg/kg，此时还可使用尼可刹米50mg/kg，或戊四氯25mg/kg静脉或股肉注射。必要时重复给药，同时还需保持呼吸道通畅，必要时行人工呼吸，并注意保温。
麻醉药的配制浓度，以大动物每公斤体重用量为1ml，小动物每10g体重0.1ml为宜。
（二）处死方法
实验结束后，常需将动物处死，其方法如下：
1．颈椎脱臼法
常用于小鼠。用镊子或手指压住小鼠的后头部，另一只手拉住尾巴，用力稍向上方一拉，使颈椎脱臼，动物即刻死亡。（图2-12）
2．空气栓塞法
用注射器将空气快速注入静脉，直至
动物死亡，兔约需注入空气10-20ml，狗
约需70-150ml 。
3．大量放血法
各种动物均可采用。可从颈动脉、股
动脉、股静脉等处放血；鼠还可以从一球
后静脉大量入血致死。豚鼠和猴可从心脏
一次大量抽血而亡。
4．化学药物致死法
常采用过量氯化钾快速静脉注射，使心脏骤停而致死。可用于各种实验动物。
5．打击法
常用于鼠。右手抓住鼠尾并提起，用力摔击头部致死；或用小木棒用力敲击头部致死。
6．其他方法
蛙类可以用断头处死，也可用探针经枕骨大孔破坏脑脊髓处死。
六、急性动物实验常用手术方法
（一）动物血压、呼吸及中心静脉压描记
急性动物实验常需描记血压、呼吸等作为指标，观察其反应。现以家兔为例介绍其手术、插管和描记方法。
1．家兔呼吸描记法：
⑴家兔仰卧固定，选择所需麻醉，剪去动物颈部的毛。
⑵在动物胸腹部呼吸最明显处以弯针穿线，固定于张力传感器上，调整其松紧程度以描记呼吸曲线。
2．家兔血压描记法
⑴切开颈部皮肤，颈部正中切口长约5-6cm，上起自甲状软骨，下至胸骨上缘，若有出血点，可用血管钳止血，结扎。
⑵分离颈部皮下组织，可见颈部正中的胸骨舌骨肌和侧面斜行的胸锁乳头肌。用血管钳沿胸锁乳头肌侧缘钝性分离，可见颈动脉位于其下。仔细分离鞘膜，并避开神经，游离出2-3cm颈总动脉，在其下穿二根线备用。
⑶结扎颈总动脉远心端，再以动脉夹夹住近心端，两端间距离尽可能长一些。用眼科剪在靠近远心端结扎处的动脉上呈45°角剪一小口，为管径1/2-1/3，插入动脉导管。若插管为玻璃动脉导管，应预先充满肝素生理盐水，导管插入约0.5cm，扎紧导管，并在侧管上打结，以防滑脱而导致大出血。同时还必须注意勿使导管尖端与血管壁形成角度而刺激动脉管壁。若动脉导管为塑料管，插入后先打一结，将导管插入2-4cm，再结扎使导管不致滑出（图3-19）。
⑷将导管的另一端接水银检压计或压力传感器，松开动脉夹即可描记动脉血压。
图3-19 兔颈总动脉插管术
3．家兔中心静脉压描记
⑴切开皮肤如前述。
⑵颈外静脉位于胸锁乳突肌外侧，仔细分离血管外面的筋膜，尽可能分离得干净一些，以便于插管。穿二根线备用。
⑶选择适当长度的塑料管，插入端剪成斜面，另一端连接三通管，用肝素生理盐水充满导管，并关闭活塞。
⑷用动脉夹夹住静脉近心端，待静脉充盈后再结扎远心端。用眼科剪在静脉上靠远心端处呈45°角剪一小口，插入导管并打结，再将导管送进4-5cm，此时导管口在上腔静脉近右心房入口处。
颈外静脉插管还可供注射、取血和输液用，此时只需将导管插入颈外静脉2-3cm。亦可连接三通管，以使颈外静脉插管供多种用途。
（二）实验动物股部手术
股部手术主要为分离股动、静脉并插管，以供放血、输血及注射药物之用。现以家兔为例加以说明。
1．家兔仰卧固定，剪去股三角区的毛。
2．触摸股动脉搏动明显处，沿股动脉走向行局麻，切开皮肤3-5cm，切口起自腹股沟处。
3．用血管钳分离皮下组织及筋膜，即可见股动脉、股静脉和股神经，三者的位置从外向内依次为股神经、股动脉、股静脉。股动脉位置居于股神经和股静脉下方（图3-20）。愈接近腹股沟部，三者分得愈开，而愈往小腿侧，则三者愈紧密。
4．以纹氏钳小心分离出股神经，然后再仔细分离股动、静脉，股动脉有一较大分支股深动脉垂直向下伸向肌层，分离时避免损伤。分离出股动脉段长2-3cm。
5．结扎股动脉远心端，用动脉夹夹住近心端，穿线备用。持眼科剪向心脏方向将血管剪小口，插管至2-3cm 深后，用线结扎固定备用。
第三章病理生理学基本实验
实验一、实验性热射病（疾病概论）
[目的要求]
通过观察以高温作为原因，作用于机体（全身）后所引起的变化，从而认识疾病的概念。 [实验动物]
小白鼠
[仪器与试剂]
温度计、体温计（口表）、广口瓶（双口胶塞）、小白鼠固定笼一个、煮热水装置一套、药物天平、凡士林、棉花。
[实验方法]
1、捉拿小白鼠方法：先（用右手）捉拿其尾部，将其放在木台上，然后用另一只手（一般用左手）拇指及食指沿其背向前，抓住其颈部的皮肤，并以同一手指及掌部夹住其尾部臀部固定在手上或放入小鼠固定笼内。
2、称小鼠体重：先称小鼠固定笼重量，然后将鼠放入笼内，连笼称量小白鼠体重（称小白鼠重量也可不用笼，直接放鼠在天平左边盆上称）。
3、测量小鼠呼吸，体温、待鼠在笼或瓶内安定后，测量其呼吸2-3次(每次15秒-20秒)取其平均值，记录，观察一般状况如耳血管扩张状况，毛的状况（平滑、竖立、干燥、湿润等）及一般活动状况、记录，然后用涂以凡士林的体温计测直肠体温一次，插入直肠的深度约1公分左右，测量时间5分钟左右，测后将鼠取出笼。
4、将广口瓶置于温水盆中，先加盖片刻，以驱出冷空气，待水温渐升至60℃，瓶内温度升高至38℃~40℃时将小鼠放入瓶内。此时注意观察小鼠在瓶内活动状况（并与实验前对比）小鼠出现烦燥后再数呼吸一次，当动物出现局部或全身痉挛（约在高温环境作用6-10分钟）立即将鼠从瓶内倒出，以免过热致死。
小鼠倒出后，固定笼内(也可以不入笼)立即测量其呼吸及体温，隔2-10分钟后，再测量其呼吸及体温，记录及作比较分析。
5、实验完毕，收拾各物，放回原位。
[注意事项]
1、捉拿小白鼠时，要小心，以免咬伤，如有咬伤可即涂以碘酒消毒。
2、使用体温计时，注意周围桌子或人。切勿太近，以免碰破，用完后，注意清洁。
3、量体温时，每次插入肛门的深度要相同，以免影响其准确性。
[思考题]
1、熟悉疾病的概念。
2、通过热射病实验对疾病的概念有何体会？
实验二中毒性肺水肿
[实验材料]
小白鼠，K2Cr203 2克,浓HCl 3-5m1，天平秤，酒精灯，制Cl装置，玻璃培养皿，吸水纸。
[实验方法]
1、取小白鼠一只，秤体重，计数呼吸频率及观察呼吸深度。
2、将鼠放入广口瓶中慢慢通入氯气（用浓HCl加入KCLO中微热即得），待瓶中生成一层薄薄云雾状气体后中止通气。
3、观察动物一般表现及呼吸变化。
4、动物死后即解剖，切开胸腔观察肺组织变化，然后用线结扎气管下端（防止水分流出），在结扎的上端剪断气管取出全肺，清除肺周围的其他组织。
5、将肺放在玻璃培养皿内，用纸吸去其外表水分，秤取肺的重量，计算肺占体重的百分数，与正常动物对照（全班做一个正常动物的肺系一一正常值，作为对照）。
肺系数=肺重/体重。
6、除去结扎气管的线，压迫肺脏观察是否有泡沫状液体流出。
7、在显微镜下观察氯气中毒引起肺水肿组织切片的形态改变。
［思考题］
1、氯气引起肺水肿的机制、肺水肿的形态学改变及呼吸功能障碍的机制。
实验三实验性缺氧
[目的要求]
1．复制低张性、血液性、组织中毒性缺氧动物模型；
2．观察机体不同机能状态对缺氧耐受性的影响。
[实验动物]
小白鼠。
[仪器与试剂]
耗氧量测定装置一套，一氧化碳（CO）发生装置一套；125ml带密封胶塞的广口瓶、1ml注射器、吸管、小烧杯、酒精灯、剪刀、镊子；钠石灰、甲酸、浓硫酸、5%亚硝酸钠、0.1%氰化钾、1%咖啡因、0.25%氯丙嗪、1%美兰。
[观察指标]
1．呼吸频率、幅度；
2．存活时间（min）；
3．总耗氧量（ml）、每分钟耗氧量（ml/min）；
4．皮肤粘膜和血液（肝脏）颜色；
5．一般状态、行为。
[原理与方法]
1．低张性缺氧
⑴取体重相近的小白鼠3只，分别作以上处理：
甲鼠腹腔内注入生理盐水0.1ml/10g；
乙鼠腹腔内注入1%咖啡因0.1ml/10g；
丙鼠腹腔内注入0.25%氯丙嗪0.1ml/10g。
⑵上述处理5分钟后，将小白鼠分别放入装有5g钠石灰的广口瓶内，然后塞紧瓶塞，连通测氧耗装置。开始计时，观察并记录上述指标，以后每3分钟重复观察上述指标一次，直至动物死亡。
⑶动物尸体留待2、3、4项实验完成后，再依次进行尸体解剖，观察肝脏和血液的颜色。
2．一氧化碳中毒性缺氧
⑴将装有小白鼠的广口瓶与CO发生装置连接。
⑵用吸管吸取甲酸3ml放入试管后，再沿试管壁缓慢加入浓硫酸2ml，立即塞紧瓶塞，仔细观察和记录小鼠上述指标变化。
反应式：HCOOH H2O+CO
（注）可用酒精灯适度加热，以加快反应速度。但不可过热，以免CO产生过多过快）3．亚硝酸钠中毒性缺氧
⑴取小白鼠2只，观察正常表现后，分别向腹腔内注射5%亚硝酸钠0.3ml，其中1只在注射亚硝酸钠后，立即腹腔注射1%美兰溶液0.3ml，另一只注入生理盐水0.3ml作为对照。
⑵每3分钟观察和记录上述指标一次，直至小白鼠死亡。将尸体编号留待解剖。
4．氰化钾中毒性缺氧
⑴取小白鼠2只，观察正常表现后，分别向腹腔内注射0.1%氰化钾0.3ml，连续观察
指标变化。
⑵待小白鼠出现症状后，立即向其中一只腹腔注射10%硫代硫酸钠0.3ml，另一只注入等量的生理盐水。
⑶观察上述指标的变化，记录死亡时间。
[注意事项]
1．实验小白鼠体重应相近。
2．必须保证缺氧装置完全密闭，可用凡士林涂在瓶塞外以加强密封效果。
3．小鼠腹腔注射应在左下腹进行，勿损伤肝脏。
4．除低张性缺氧中需测耗氧量外，其余各组均不需测耗氧量。
5．氰化钾有剧毒，如不慎沾染皮肤、粘膜，请立即用自来水清洗！实验后将所用物品和器械清洗干净。
[预习要求]
1．掌握各型缺氧的特点及对机体的影响。
2．了解条件因素在缺氧发病中的重要性及其临床意义。
[思考题]
1．低张性、血液性及组织中毒性缺氧血氧变化各有何特点？
2．上述三种类型的缺氧皮肤、粘膜颜色有何不同？为什么？
3．在神经系统机能处于兴奋或抑制的条件下，小白鼠缺氧时表现有何不同，这种特点对临床有何实用意义？
4．试述各型缺氧的发生机制。
[附录]
1．用测耗氧量装置测定小白鼠耗氧量的原理
小白鼠在密闭的缺氧瓶内，不断消耗氧气，而产生的CO2又被钠石灰吸收，瓶内氧分压逐渐降低而产生负压。当缺氧瓶与测耗氧量装置相连时，吸管内液面因瓶内负压而上升，量筒内液面下降的毫升数即为耗氧量。
2．碳氧血红蛋白定性试验
⑴原理：碳氧血红蛋白(HbCO)呈樱桃红色，不易褪色，且较正常血红蛋白更为耐受碱性环境。而正常血红蛋白在碱性环境中则发生变性反应，变为棕黄色或棕绿色。
⑵方法（氢氧化钠法）：取两个干净试管，标记后分别加入1-2ml生理盐水。然后取正常小白鼠和一氧化碳中毒小白鼠的血液各2滴，分别加入上述两上试管中，振摇均匀，观察颜色。再分别加入5%NaOH5滴，边加边摇匀，仔细观察颜色变化。
实验四实验性失血性休克
[目的与任务]
1．了解失血性休克动物模型的复制方法；
2．观察失血性休克时的主要体征及血流动力学变化特点；
3．探讨失血性休克的发病机理及救治措施。
[实验动物]
家兔。
[仪器与试剂]
BL-410生物机能实验系统，动物手术器械一套，静脉输液装置一套，尿量测定装置一
套，10ml量筒一个，注射器：2ml、5ml、10ml、30ml，针头若干，20%乌拉坦，1%普鲁卡因，1%肝素，1%去甲基肾上腺素，生理盐水，10%葡萄糖水注射液。
[观察指标]
动脉血压(Bp)、中心静脉压（CPV）、呼吸（频率、幅度）、尿量。
[原理与方法]
1．手术操作
⑴家兔称重后，腹腔注射20%乌拉坦(5ml/kg进行麻醉，将动物仰卧固定在实验台上，颈部和腹部剪毛备皮；
⑵从甲状软骨至胸骨切迹之间切开颈部正中皮肤，切口长度约5cm；
⑶翻开右侧皮肤，即可见颜色暗红且较粗大的颈外静脉。由于静脉血管壁很薄且不易与筋膜区分，因此应使用血管钳沿血管走行方向小心钝性分离，尽可能将血管外层筋膜分离干净。分离了约2-3cm左右的右侧颈外静脉后，穿双线备用。
注意：切勿使用刀、剪等锐利器械，以免刺破静脉血管，同时注意勿损伤颈外静脉的细小回流支。
⑷在气管左侧胸骨舌骨骨和胸锁乳突肌之间钝性分离，其深层即可见颈动脉鞘，触之有明显搏动感。以血管钳仔细分离出左侧颈总动脉（注意：勿损伤迷走神经），穿双线备用（图6-3）。
⑸下腹部耳耻骨联合上作下腹正中切口，长3-5cm，找出膀胱后，用小圆针细线在少血管区域进行断续荷包缝合。在荷包内作一直切口，插管后拉紧缝线固定子。收集尿液于10ml 量筒内（图6-4）。
⑹由耳缘静脉注入1%肝素
(1ml/kg)，抗凝血。
⑺先用血管夹夹住闭右侧颈外静
脉的近心端，再用丝线结扎远心端，用
眼科剪在靠近结扎处管壁上剪一小口
（约为血管直径的1/4-1/3），仔细插入
事先已注满生理盐水并排除气泡的静脉
插管。小心调整角度，轻轻将插管插入
静脉内，结扎固定。通过三通开关连接
压力换能器和静脉输液装置，以测定中
心静脉压（以cmH2O表示）（图6-5）。
⑻结扎左侧颈总动脉的远心端，再用血管夹夹闭其近心端，按如上方法插入颈总动脉插
管，结扎固定，通过三通开关连接压力传感器，以测定动脉血液（以mmHg表示）。
⑼在动物胸腹部呼吸最明显处，以弯针穿线固定于张力传感器，调整传感器的方向及缝线的松紧程度，以描记出呼吸曲线。
[实验方法]
⑴动物稳定10min后，记录正常状态下的血压(mmHg)、中心静脉压(cmH2O)、呼吸曲线及尿量(ml/10min)。
⑵由颈总动脉插管的三通开关处放血，盛于80ml的小烧杯中。开始时每放血10ml即关闭开关，监测动脉血压变化，随着血压的下降，逐渐缩短放血时间和放血量，待血压降到40mmHg(5.3kPa)左右停止放血。此时若血压回升，可继续少量放血，使血压维持于40mmHg 左右20-30min后，即可造成失血性休克模型。记录失血量并连续观察失血过程中上述指标变化。
注意：由于放血时压力传感器一侧开关被关闭，因此此时系统显示的血压并不能代表体内的真实血压，必须停止放血后才能正确测得动脉血压的变化。切不可一次放血过多而造成动物死亡。
⑶随后由耳缘静脉缓注1%去甲基肾上腺素(1ml/kg)，观察和记录上述指标变化（重点记录血压上升的最高值及变化时间）。
⑷以40-60滴/分的速度由静脉输入生理盐水，输液总量约为失血量的2-3倍。每输液50ml即观察并记录各项指标的变化。
⑸另可根据休克的病理生理改变自行设计方案抢救。
[注意事项]
1．操作中应尽量减少手术性出血，如有少量出血，切勿惊慌，可用生理盐水纱布压迫止血。
2．插管内事先应加入少量肝素，以防凝血。
3．动脉插管容易滑脱，故应结扎和固定牢靠。
[预习要求]
1．掌握休克的发生机制、微循环障碍分期及主要表现。
2．掌握休克时机体器官功能的变化及其机制。
[思考题]
1．失血性休克时，血液动力学有何改变？
2．对失血性休克应如何进行抢救？请设计出一套抢救方案。
实验五实验性急性右心衰竭及ARDS
[目的及任务]
1．了解实验性急性右心衰竭及ARDS（成人呼吸窘迫综合征）动物模型的复制方法及其发生机理。
2．鉴别和比较两者血流动力学变化的异同。
[实验动物]
家兔。
[仪器与试剂]
BL-410生物机能实验系统，动物手术器械两套，输液装置两套，注射器：1ml、2ml、5ml、10ml、30ml；1%普鲁卡因，20%乌拉坦、1%肝素、油酸。
[观察指标]
动脉血压（Bp）、呼吸（频率和幅度）、中心静脉压（CVP），肝-中心静脉压返流试验（以压迫右上腹3秒，中心静脉压上升的厘米数表示）
[原理与方法]
实验分两组，每组的手术操作相同，但实验步骤有所不同。
1．手术操作
⑴家兔称重后，腹腔注射20%乌拉坦(5ml/kg)麻醉，然后仰卧固定于兔手术台，颈部剪毛备皮；
⑵在甲状软骨与胸骨切迹之间做颈部正中切口，分离右侧颈外静脉和左侧颈总动脉；
⑶耳缘静脉注入1%肝素(1ml/kg)抗凝后，进行右侧颈外静脉和左侧颈总动脉插管。其中右侧颈外静脉插管通过三通开关连接压力传感器（测中心静脉压）和静脉输液装置，左侧颈总动脉插管通过三通开关连接压力传感器以测定动脉血压。
2．实验步骤
⑴完成手术操作后，调好记录装置，待动物安静稳定，测量各项正常指标。
⑵一组用注射器从耳缘静脉缓慢注入大剂量油酸(0.8ml/kg)；另一组注射小剂量油酸
(0.1ml/kg)。
⑶注射油酸后观察5min，再测各项指标。
⑷注射大剂量油酸的一组以每分钟60-80滴的速度输入生理盐水，输液量每增加50ml，即测各项指标一次，直至动物死亡。注射油酸剂量小的一组则不作此项操作。
⑸动物死亡后，挤压胸壁，观察气管内有无分泌物溢出；剖开胸、腹腔（注意不要损伤脏器和大血管），观察有无胸水、腹水；取下心肺标本观察肺脏外观及切面变化，以及心脏各腔室的体积；观察肠系膜血管的充盈情况，肠壁有无水肿；取下肝脏，观察肝脏外表及切面变化。
[注意事项]
1．耳缘静脉注入油酸时，注入速度不宜太快，也不宜太慢，要随时观察各项指标的变化，当其中有一项指标发生急剧变化时，应减慢注射速度。
2．若输液量已超过500ml ，而动物各项指标变化仍不显著，可再补充注入油酸直至动物死亡。
3．手术中应尽量避免出血。
4．压力传感器和插管中应事先充满生理盐水，排除气泡，以免影响实验结果。
[预习要求]
1．掌握心功能衰竭和ARDS的发生机制及代偿适应机制。
2．掌握心功能衰竭和ARDS的主要临床表现及对机体的影响。