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组织切片制作步骤

组织切片制作步骤
组织切片制作步骤

组织病理切片的制作过程

组织取材→固定→冲洗→脱水→透明→浸蜡→组织包埋→组织切片→展片附贴→切片脱蜡→染色→脱水→染片透明→封固。

一、取材

切取组织块大小,以1.5×1.5×0.3厘米为宜,最厚不宜超过0.5厘米。组织块病变一面应平整光滑,另一面可不平整,以便包埋时辨认。切取后,放入事先准备好的装有固定液的磨口玻璃广口瓶中,并做好标记。

二、固定

固定的目的是迅速将组织细胞杀死,使细胞中的蛋白质,糖,脂肪等凝固,从而保持与活组织相似的结构状态。材料取下后,应迅速固定。固定液数量应为病理组织块的5到20倍。由于一般把组织块浸入固定液后数小时,固定液渗入组织液的深度只达2到3厘米。因此,可以放置冰箱内固定,使组织内酶失去作用,细菌也能停止滋生。

最常用的固定液是10%的福尔马林溶液:使用时,用40%的甲醛饱和水溶液10毫升,加水90毫升配成。

三、冲洗

固定后的组织块,应将固定液洗去。一般均用流水(自来水)冲洗12到24小时左右。及时冲洗尚有停止固定的作用,防止固定过度,有利于制片染色

四、脱水

经过固定的组织,冲洗后要进行脱水。脱水的目的在于将组织内的水分用酒精或其他溶剂置换出来,为石蜡等其他包埋剂浸入组织创造条件。

五、透明

透明的目的是将组织内的酒精用矿物油或植物油置换出来,并溶解石蜡,帮助石蜡浸透组织。由于经过透明剂处理的组织块用肉眼观察呈透明状,故称这一过程为透明。

六、浸蜡

浸蜡是指组织经过透明作用以后,放入溶化的石蜡中浸渗,使石蜡浸入组织块中,冷却后,才能进行切片。

七、包埋

包埋就是将已浸渗好的组织包埋于浸渗剂中。根据需要,包埋的方法常有石蜡包埋法和火棉胶包埋法。

石蜡包埋法:

八、组织切片

不同的切片制备方法,其切片方法也有较大差别,组织切片法包括石蜡切片法、冰冻切片法、火棉胶切片法、石蜡包埋半薄切片法、树脂包埋薄切片法和大组织石蜡切片法等。常用的切片工具包括组织切片机、切片刀和自动磨刀仪器等。

九、苏木精-伊红染色方法

苏木精-伊红染色方法,简称HE染色方法,是生物学和医学的

细胞与组织学最广泛应用的染色方法。在病理学实验室中称为常规染色方法。病理细胞和组织学的诊断,教学和研究都是用HE染色方法观察正常和病变组织的形态结构

组织切片制作步骤

组织切片制作步骤: 1.取材 确定所取材料的来源及部位,纵切还是横切; 取材要迅速,防止阻止发生进一步变化,材料体积要适宜。 下图为植物芽体取样实拍。 2.固定 (1)固定液的选择 最常用的固定液为FAA(万用固定液)。 它的优点是材料固定时间不受限制,固定时间短则数小时,长则数月或数年。(可做材料保存液) 配方:50%或70%酒精90ml 冰醋酸5 ml 福尔马林5 ml (柔软材料用50%酒精,坚硬材料用70%酒精配制) (2)材料固定后的处理 冲洗或漂洗:组织固定后应充分水洗,除去留在组织内的固定液及其结晶沉淀,否则会影响以后的染色效果。 (材料固定后,若暂时不能进行下一步操作,可于70%的酒精溶液或直接与FAA固定液中,于冰箱中4℃存放。) 下图为固定液浸泡的组织切块。 3.脱水 目的:水和透明剂不能互溶,只有脱去水分后,才能让透明剂进

入。 试剂:梯度酒精溶液 流程:70%---85%---95%--100%---100%每步1h-2h左右。 注意事项:保证脱水梯度和每一步脱水时间,水要完全脱净,但也不能过度脱水(过久使组织变脆、收缩,这个时间大家可以根据自己的实验来摸索一下,不必完全按照本操作来)。 下图为自动组织脱水机,适于大量样品组织脱水用。如果材料体积及样品量较少可用小烧杯做容器来进行逐级脱水。 4.透明 目的:纯酒精不能与石蜡相溶,还需用能与酒精和石蜡相溶的媒浸液,替换出组织内的酒精。 (二甲苯是最常用的透明剂,可以很好地与石蜡互溶) 流程:二甲苯与酒精的等体积混合液1h---纯二甲苯1h---纯二甲苯1h。 5.浸蜡与包埋 目的:用石蜡取代透明剂,使石蜡浸入组织而起支持作用。 浸蜡程序:(恒温) (1)低温浸蜡(36℃):接上步,在有二甲苯和材料的烧杯中逐步加碎蜡至过饱和(石蜡不能溶解),过夜12-24h。 (2)高温浸蜡(55-60℃,高于石蜡熔点3℃): 将上步二甲苯与石蜡的混合液倒出,不要倒掉材料,将烧杯中加入纯石蜡,共5-24h。纯石蜡需要更换三次。

病理组织切片的制作过程

病理组织切片的制作过程 1.取材组织取材的方法是制作切片的一个重要程序,根据教学、科研及外检的具体要求取自人体(外科手术切除标本、活检标本、尸检标本)或动物,并确定取材的部位和方法。取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识,还要掌握实际操作技术,每个组织器官的取材都有一定的部位和方法,不能任意切取组织作为制片材料,不然,无法达到教学、科研和临床诊断的目的,具体要求如下: (1)材料新鲜:取材组织愈新鲜愈好,人体组织一般在离体后,动物组织在处死后迅速固定,以保证原有的形态学结构。 (2)组织块的大小:所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm,以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部,但根据制片材料和目的不同,组织块的较理想体积也不同,如制作病理外检、科研切片,其组织块可以薄取0.1~0.2cm 即可,这样可以缩短固定脱水透明的时间,若制作教学切片厚取0.3 ~0.5cm,这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。 (3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利,切割时不可来回锉动。夹取组织时切勿过紧,以免因挤压而使组织、细胞变形。 (4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材,病理标本取材按照各病变部位、性质的不同,根据要求规范化取材。 (5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构,决定其切面的走向。纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键,如长管状器官以横切为好。 (6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等,可用水冲洗干净后再放入固定液中。 (7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后,或多或少会产生收缩现象,有时甚至完全变形。为此可将组织展平,以尽可能维持原形。 2.固定 (1)小块组织固定法:这是最常用的方法,从人体或动物体取下的小块组织,须立即置入液态固定剂中进行固定,通常,标本与固定液的比例为1:4~20,但组织块不宜过大过厚,否则固定液不能迅速渗透。故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。 (2)注射、灌注固定法:某些组织块由于体积过大或固定液极难渗入内部,或需要对整个脏器或整个动物体进行固定。这时宜采用注射固定或灌注固定法。将固定液注入血管,经血管分支到达整个组织和全身,从而得到充分的固定。 (3)蒸汽固定法:比较小而厚的标本,可采用锇酸或甲醛蒸汽固定法。如血液涂片,则应在血片未干燥前采用锇酸或甲醛蒸汽接触固定。 最常用的固定液有10%甲醛固定液和95%乙醇固定液。

实验二 徒手切片法和临时装片的制作方法以及植物细胞和组织观察

实验二临时装片的制作方法和徒手切片法以及植物细胞、组织观察 一、实验目的 1、掌握临时装片的制片方法、掌握徒手切片的方法 2、了解植物细胞结构。 二、实验材料 显微镜、载玻片、盖玻片、镊子、刀片、吸水纸、解剖针、培养皿、毛笔、滴管、纱布、 0.9%的NaCl溶液;洋葱、马铃薯、芹菜、番茄 三、实验内容和实验方法 (一)临时装片的制作 1、擦净载玻片和盖玻片 (1)擦载玻片用左手的拇指和食指捏信载玻片的边缘,右手用纱布将载玻片上下两面包住,然后反复擦拭,擦好后放在干净处备用。 (2)擦盖玻片先用左手拇指和食指轻轻捏住盖玻片的一角,再将右手拇指和食指用纱布把盖玻片包住,然后从上下两面隔着纱布慢慢地进行擦试。 2、取样 用滴管滴一点水或其他溶液(根据需要)于载玻片的中央,把观察物放于载玻片上的液滴中,展开或摇匀。 3、盖盖玻片 右手持镊子,轻轻夹住盖玻片的一角,使盖玻片的边缘与液滴的边缘接触,然后慢慢倾斜下落,最后平放于载玻片上,避免气泡的产生。如盖玻片下的液体过多,可用吸水纸将多余的液体吸掉。

(二)徒手切片法 徒手切片法不需要任何的机械设备,只需要一把锋利的刀片就可以完成切片的制作,方法简单,也容易保持物的生活状态,有很大的实用价值。 1、选材 选择软适度的材料,先截成适当的段块。一般直径大小以3~5mm、长度以20~30mm为宜。若材料太软,如幼叶等,不能直接拿在手中进行切片,可用适当大小的马铃薯块茎或萝卜块根等作支持物,将材料夹入其中,一起切片。 2、切片 用左手拇指、食品指和中指夹住材料,使其稍突出在手指之上,拇指略低于食指,以免刀口损伤手指。材料和刀刃上蘸水,使其湿润。右手拇指和食指横向平握刀片,刀片要与材料断面平行,刀刃放在材料左前方稍低于材料断面的位置,以均匀的力量和平稳的动作从左前方向向右后方拉切。切片时要用臂力而不用腕力,手腕不要动,靠肘、肩关节的屈伸来切片,拉切要快,中途不要停顿,更不能用拉锯方式进行切片。 每切2~3片就要把刀片上的薄片用湿毛笔移入盛有清水的培养皿中暂存备用。如发现材料切面出现倾斜,应修平切面后再继续切片。 3、镜检观察 连续切下很多切片后,挑选最薄的切片放于加了1滴清水的载玻片,盖上盖玻片,制成临时装片,进行镜检、观察。 (三)植物细胞的结构观察 1、洋葱表皮细胞的观察 取一洁净载玻片,于载玻片中央加上一滴水。取洋葱一个,剥下一片新鲜的带紫色的南鳞叶,和刀片从外表面(或内表面)切一个面积为4mm2左右的方形小格,然后用镊子将表皮撕下,迅速入入载玻片上的小水滴中(表面向上)。并使其平展,盖上盖玻片,即制成临时装片。将装片放在显微镜下,用低倍镜观察细胞结构。

植物组织切片制作以及注意事项

植物组织石蜡切片的制作以及注意事项 1 植物组织石蜡切片的制作方法 ⑴固定:用50%或70% FAA固定液(50%或70%酒精:甲醛:冰乙酸=16:1:1; 幼 嫩材料用50 % FAA;老的材料用70%的FAA),置于4℃固定24 h。 ⑵脱水:将固定液倒去,加入50%乙醇,室温静置30 min;重复一次,室温静置 20 min。换成1%番红O溶液(用70%酒精配制),室温脱水染色过夜。次日继续 脱水,酒精浓度梯度和时间依次为:80% 乙醇1h、95% 乙醇1h、无水乙醇1h、40min(2次)。 ⑶透明:1/2无水乙醇+二甲苯混合液1h,纯二甲苯1h、40 min(2次)。最后加入 少量二甲苯(浸没材料即可)和碎蜡,放入38℃温箱中过夜。 ⑷浸蜡:将温箱温度调至56℃,计时1h;换成二级蜡1h;三级蜡(3次)各1h、 1h、40min(从温度上升到56℃开始计时)。 ⑸包埋:将带有材料的液体蜡倒入叠好的纸槽中,迅速放入冰水中使蜡凝固,防止 气泡产生,以及凝蜡不匀。 ⑹切片:修整蜡块,用Lica RM2126切片机切片,厚度5-10 μm。 ⑺贴片: 在载玻片上涂少许粘片剂,将切好的蜡带放入温水中,捞至载玻片上,最 后置于37℃恒温箱过夜烤片。 ⑻脱蜡及染色: ①番红-固绿对染 ⅰ脱蜡:二甲苯60min,二甲苯5 min、1/2无水乙醇+1/2二甲苯混合液5 min、无水乙醇5 min、无水乙醇5 min、95%乙醇5 min、80%乙醇5 min、1%番红室温过夜。 ⅱ染色:80%乙醇5 min,1%固绿(用95%酒精配制)迅速蘸一下,大约10s,直接放到95%乙醇5min 、无水乙醇5min、无水乙醇5min、1/2无水乙醇+1/2二甲苯混合液5min、二甲苯5 min(2次)。

组织切片制作步骤

徒手切片法: 徒手切片法是指手持刀片将新鲜的或固定的实验材料切成薄片的制作方法。徒手切片法是指不需要专门的仪器设备,试样也不需要特殊的化学试剂处理,而直接将新鲜的或固定的材料(一般为木质化程度较低的植物)切成薄片的方法。 基本信息: 徒手切片前,应先准备好一个盛有清水的培养皿。在切片时,用左手的拇指与食指、中指夹住实验材料,大拇指应低于食指2~3mm,以免被刀片割破。材料要伸出食指外约2~3mm,左手拿材料要松紧适度,右手平稳地拿住刀片并与材料成垂直。然后,在材料的切面上均匀地滴上清水,以保持材料湿润。将刀口向内对着材料,并使刀片与材料切口基本上保持平行,再用右手的臂力(不要用手的腕力)向自身方向拉切。此时,左手的食指一侧应抵住刀片的下面,使刀片始终平整。连续地切下数片后,将刀片放在培养皿的水中稍一晃动,切片即漂浮于水中。当切到一定数量后,可在培养皿内挑选透明的薄片用低倍镜观察检查。好的切片应该是薄且比较透明、组织结构完整,否则要重新进行切片。 对经检查符合要求的切片,如果只作临时观察,可封藏在水中进行观察。若要更清楚地显示其组织和细胞结构,可选择一些切片进一步通过固定、染色、脱水、透明及封藏等步骤,做成永久玻片标本。 徒手切片技巧 如果不想切斜,要注意两点,一个是左手拿的露出来那截要短,

尽量只能连续切2刀的样子(一般是可以切4,5刀的),一个是切口一定要水平,同时右手的刀片也要水平,拉刀的时候保持在一个平面上(拉快点容易做到)。这是根和茎的切法,不过每次的量会有所减少。对于叶,有三种切法,一个是直接切;一个是卷成管状,当茎来切;还有就是用三层刀片夹起来。其中,第一种适合于裸子植物那种针叶,方法要领和上面说的差不多;第二种适合于比较软的叶片,要领是要卷的细,中间的洞不要太大(大了容易斜);第三种适用于比较坚韧,硬的叶片,绝对要放在载玻片之类的地方,要用划的,凌空切会很不顺,容易切不断。还有一种特殊的方法是切成小块的先,再夹到萝卜里面(事先挖个洞或切条槽),再一起切,这个适用于全部,根茎叶,软的硬的均可(就是那种针叶不太好用它,我都切不好)。所以克服柔软就是要注意,想办法使它变厚变硬(对叶:卷,夹,或者垫玻璃;对根茎,夹,或者用左手捏紧一点,捏上面一点,使它不会晃)。至于弯曲,我觉得不用太在意,要么舍弃掉这一段,要么用手压紧,关键只是上面要平。还有,如果切含有楞或者有叶脉的部分,一定要从这些地方开始切,先切硬的部分(朝向刀口)。平时切两到三层差不多,一层的细胞会破损,有空洞;这样也比较适合染色。 徒手切片的优缺点 徒手切片是用手持双面刀片或剃刀,将新鲜材料或预先固定好的材料(切前水洗)切成薄片,不经染色或经简单染色后,用水封片作临时装片观察。徒手切片法的优点是不需要复杂的设备,方法简便,制片迅速,而且能观察到植物组织的自然色泽和活体结构,常用于研

石蜡切片的制作过程(精)

石蜡切片的制作 目的要求:了解生物制片的基本原理和方法;了解石蜡切片制作的基本过程;学会制作石蜡切片。 一、生物制片的基本原理 (一生物制片的目的与发展概况 生物制片是研究生物有机体微观结构的基础方法,其目的是提供在显微镜下以适度的样品,有效地对其进行形态和功能观察研究。 (二生物制片的方法 当我们研究生物体的组织或细胞时,除了某些生物体可用相差显微镜或偏光显微镜等方法达到观察目的外,其余大部分生物体,因为组织较厚,光线不易透过内部等关系而达不到观察的要求,为了达到此目的,就必须将生物体的组织切成薄切片或不切片,经过一系列处理,使光线易于透过,即可进行观察。因此,根据标本的制作方法分为切片法和非切片法两种。这些方法,各有优缺点,应该适当的配合使用,才能获得比较理想的结果。 1.切片法 (1切片法的种类 切片法就是利用锐利的刀具,将器官组织或幼小个体分割成许多极薄的薄片,而制成切片标本的一种方法。切片法在切成薄片以前必须设法使组织内渗透某种支持物质。使组织保持一定的硬度,然后利用切片机进行切片。根据所用支持物质的不同切片法又可分为石蜡切片法、火棉胶切片法、冰冻切片法、炭蜡切片法等类型。现分述如下: ⅰ.石蜡切片法

石蜡切片法即用石蜡作为支持剂进行切片的方法。石蜡切片法是一般组织学、病理学等常规制片方法,因此用得最多,它有很多优点:比较省时间,容易操作,可切成极薄的切片(4um 以下,能制作连续切片,组织块可包埋在石蜡中永久保存。缺点是只能用于较小的组织块,较大的组织块不易切好,容易破碎,组织在脱水透明过程中产生收缩并易变脆。制片时间太长。 ⅱ.火棉胶切片法 火棉胶切片法是以火棉胶为支持剂进行切片的方法。此法的优点是包埋过程中不用二甲苯及石蜡,不经高温,可避免组织收缩及变脆,适于精细材料(如脑的切片,也引火棉胶有韧性切片不知有折卷或破裂,适宜于大块组织及多空洞的组织(脑、眼球,硬度较高的组织(骨、肌腱。缺点:手续麻烦、费时间,切片不能切薄,起码在10um以上,不能作连续切片,因此,在生物制片技术上已经不经常采用。 ⅲ.冰冻切片法 冰冻切片法是利用液体二氧化碳或其它药剂(如氯乙烷在变成气体时吸收大量的热使组织迅速结成冰块而后再进行切片的方法。目前国内外用半导体致冷调节器来代替二氧化碳的冰冻,冷冻速度更快更为方便。 冰冻切片法的优点是较前两种方法简便,组织不经脱水、透明、包埋等手续即可切片,因而可节省很多时间,十分钟左右即能制成切片。常用于临床病理手术诊断,银材料不经溶媒处理就可直接进行切片,材料不受试剂的激烈刺激及温度影响,所以组织没有显著的收缩,细胞形态不致有大的改变,也引冰冻切片不需有机溶剂处理,所以能保存脂肪、类脂等成分,所以冰冻切片法常用于组织化学,尤其是神经组织,临床病理学等方面的研究。 新鲜的组织或已经固定的组织,经短时间处理后即可进行切片。用任何固定及处理的材料均适合冰冻切片,但一般的经验用福尔马林固定的材料最适合冰冻切片,而用酒精、甘油保存的材料必须充分水洗后才易于冰冻,否则不易切成完整的切片

组织病理切片的制作过程

组织病理切片的制作过程 1.取材组织取材的法是制作切片的一个重要程序,根据教学、科研及外检的具体要求取自人体(外科手术切除标本、活检标本、尸检标本)或动物,并确定取材的部位和法。取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识,还要掌握实际操作技术,每个组织器官的取材都有一定的部位和法,不能任意切取组织作为制片材料,不然,无法达到教学、科研和临床诊断的目的,具体要求如下: (1)材料新鲜:取材组织愈新鲜愈好,人体组织一般在离体后,动物组织在处死后迅速固定,以保证原有的形态学结构。 (2)组织块的大小:所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm,以使固定液能迅速而均匀地渗入组织部,但根据制片材料和目的不同,组织块的较理想体积也不同,如制作病理外检、科研切片,其组织块可以薄取0.1~0.2cm即可,这样可以缩短固定脱水透明的时间,若制作教学切片厚取0.3 ~0.5cm,这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。 (3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利,切割时不可来回锉动。夹取组织时切勿过紧,以免因挤压而使组织、细胞变形。 (4)规取材部位: 要准确地按解剖部位取材,病理标本取材按照各病变部位、性质的不同,根据要求规化取材。 (5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构,决定其切面的走向。纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键,如长管状器官以横切为好。 (6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等,可用水冲洗干净后再放入固定液中。

(7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后,或多或少会产生收缩现象,有时甚至完全变形。为此可将组织展平,以尽可能维持原形。 2.固定 (1)小块组织固定法:这是最常用的法,从人体或动物体取下的小块组织,须立即置入液态固定剂中进行固定,通常,标本与固定液的比例为1:4~20,但组织块不宜过大过厚,否则固定液不能迅速渗透。故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。 (2)注射、灌注固定法:某些组织块由于体积过大或固定液极难渗入部,或需要对整个脏器或整个动物体进行固定。这时宜采用注射固定或灌注固定法。将固定液注入血管,经血管分支到达整个组织和全身,从而得到充分的固定。 (3)蒸汽固定法:比较小而厚的标本,可采用锇酸或甲醛蒸汽固定法。如血液涂片,则应在血片未干燥前采用锇酸或甲醛蒸汽接触固定。 最常用的固定液有10%甲醛固定液和95%乙醇固定液。 3.脱水透明标本经过固定和冲洗后,组织中含有较多的水分,必须将组织块的水分置换出来,这一过程叫做脱水。无论是用蜡切片,还是用火棉胶切片,都必须除去组织中所含水分,因含水组织与蜡、火棉胶等包埋材料不相容,常用的脱水剂为一系列不同浓度的乙醇。 脱水的步骤是:80%、90%、95%、100%各种浓度乙醇2小时,此过程可用脱水机自控完成。 丙酮也是一种脱水能力很强的脱水剂,但因其脱水能力很强,对组织有剧烈收缩作用,在制作科研、教学切片时一般不用该试剂。因乙醇、丙酮等不溶于蜡,还要经过一个能溶于蜡的溶剂替代过程称为透明。常用的透明剂有二甲苯、三氯甲烷、水酸甲酯等。 4.浸蜡、包埋

病理组织切片的制作

病理组织切片的制作 卢文丽吴中华方肇勤 (2007/01/04) 一、器材(按一小组,约4-6人) 眼科镊:直无勾10cm 、弯无勾10cm各5把; 组织镊;12.5cm 2把; 眼科剪:直尖10cm 4把; 解剖剪:cr/14,4把; 普通双面刀片:10片/盒×1盒; 染色架:5个; 染色缸:1000ml,14-15个; 切片盒:50片/盒×3盒或100片/盒×2盒; 37度、60度恒温箱:各1个; 磨砂载玻片:50片/盒×3盒; 盖玻片:100片/盒×2盒; 广口瓶:30ml或60ml×20个; 滴管及配套吸头:4个; 玻璃漏斗:φ90 3个;玻璃搅棒:2支 普通粗孔大张滤纸:20张; φ90mm玻璃培养皿:4个; 中号普通毛笔:2支; 烧杯:500ml 、1000ml 各1个; 量筒:100ml、500 ml、1000 ml各1个; 组织切片机及配套刀片:4台; 摊片用水浴锅:2台; 生物切片石蜡:5盒,熔点:56-58℃; 电子天平:1台; 酒精灯:150ml,4台; 脱水篮:1-2个; 打火机、标签纸、铅笔各一,卷筒纸、乳胶手套、口罩、医用纱布足量。 二.试剂 苦味酸(2.4.6-三硝基苯酚):30g/瓶×1瓶; 37%~40%福尔马林液:500ml/瓶×1瓶; 冰醋酸:AR,500ml/瓶×1瓶; 无水乙醇:AR,500ml/瓶×10瓶; 二甲苯:AR,500ml/瓶×10瓶; hematoxylin苏木色素(苏木精):10g/瓶×1瓶; 酸性品红(曙红丫水溶):25g/瓶×1瓶; 碘酸钠:AR,500g/瓶×1瓶;柠檬酸:AR,500g/瓶×1瓶; 水合氯醛:AR,250g/瓶×1瓶;铵矾(ALNH4(SO4)2·12H2O)或钾矾(ALK(SO4)2·12H2O):500g/瓶×1瓶 蛋白甘油(甘油/鸡蛋清=1/1):50ml 中性树胶:100g/瓶×2瓶。若中性树胶过于粘稠,可与二甲苯按7/3的比例稀释。 蒸馏水:5000ml

6树脂切片制作过程

树脂切片制作过程 一、实验仪器及试剂 1.器具 电子天平、70℃恒温箱、玻璃制刀机、半/超薄切片机、显微镜、包埋模、制刀用的玻璃条、镊子、刀片。 2.试剂 (1)固定剂:FAA (2)脱水剂:20%、40%、60%、80%、90%、95%、100%的乙醇;丙酮(3)树脂:Spurr树脂(4)染色剂:1%碱性品红二、实验步骤 1.取材和固定: 取样时所用的器具必须干净,刀、剪等必须锋利,在操作时尽量避免拉、锯、压等动作对组织细胞造成的机械损伤。一般样品块的大小约为1立方毫米,取材完成后立即放入固定液中,真空泵抽气两到三次,每次1-2min(注意不要让固定液沸出,如抽完后液体较少,可再补加固定液)。 2.脱水: 用50%、60%、70%、85%、95%、100%的乙醇分别浸渍固定的材料,每种浓度处理10~15min。 3.置换 (1)在管瓶中加入2ml无水乙醇和1ml丙酮,处理材料10min。 (2)向管瓶中追加1ml丙酮,处理材料10min。 (3)向管瓶中再追加2ml丙酮,处理材料10min。 (4)倾倒出管瓶中的无水乙醇和丙酮混合液,加入纯丙酮3次,每次10min。4.浸透 (1)在管瓶中加入1ml丙酮,向内滴入1滴Spurr树脂,1~2h。 (2)向管瓶中追加1至数滴Spurr树脂,使Spurr树脂的浓度逐渐提高,每滴加一次Spurr树脂,放置1~2h,共滴加0.3ml左右的树脂,使树脂浓度达到25%左右。 (3)用吸管吸去管瓶中0.5~0.8ml的丙酮和Spurr树脂的混合液,然后加入纯Spurr树脂0.5ml,使树脂浓度达到50%~60%左右,2~3h。 (4)用吸管吸去管瓶中的丙酮和Spurr树脂的混合液,加入0.5~0.8ml的Spurr树脂,2~3h。 (5)更换新配制的Spurr树脂1ml,过夜。(6)重复换树脂3次,每次12h。5.包埋与聚合 (1)先将恒温箱调至温度至70℃,包埋模事前烘干置干燥器中存放。 (2)在湿度小的房间里进行包埋操作。在包埋模的中放上已浸透的材料(用牙签不损伤样品地桃),用滴管吸取新配制的Spurr树脂,并注满每个穴孔,用牙签拨样品,使样品按一定方位(有利修块、切片和观察)排列。做好记载(各穴孔中放的是什么样品)。 (3)聚合:将包埋样品的包埋模放入70℃恒温箱中聚合,8h后取出置干燥器中存放。多余的树脂可放在胶囊中或放在包埋模的穴孔中同样品一同聚合。 6.修块 用锉刀或铁砂皮磨样品块,使样品稍稍暴露,使待切部位呈方形或长方形,最后用刀片将样品块的磨面切平7.玻璃刀的制作 用玻璃制刀机先将玻璃条制成边长为25mm的正方块,然后再将每正方块制作成2把璃制刀。8.切片、贴片 (1)固定样品块和玻璃刀将样品块和玻璃刀固定在半薄切片机上,玻璃刀的避样品角约为5度,切片机装样品部位平放时,玻璃刀刀口与样品块处于同一高度。调节玻璃刀前后位置,使刀口接近样品块。 (2)荒切开动切片机,调节进刀距离和速度,让玻璃刀荒切样品块,使样品块的切面逐渐平整光滑起来。 (3)切片当样品块的切面平整光滑后便可正式切片。作为光镜观察用的半薄切片厚度一般控制在1-2μm左右。

病理切片的制作过程

1.7.1 修整组织 将手术切取的乳腺肿瘤切成一个平整面,各组织块不宜太大,以便固定剂穿透和组织脱水等操作,通常以10 mm×10 mm×3mm或5mm×5mm×3mm为宜。找到不同的部位切取2块,以备后用。 1.7.2 组织洗涤 组织经修整后,组织中的福尔马林等必须冲洗干净,尤其是含有重金属的物质存在。因为残留在组织中的福尔马林,有的不利于染色,有的产生沉淀或结晶影响观察,所以组织修整后应冲洗12h左右。 1.7.3 组织脱水 组织经洗涤后,组织中含有大量水分,由于水与石蜡不能互溶,所以必须将组织中的水分除去。 80%乙醇溶液:2h 95%乙醇溶液:1h 95%乙醇溶液:1h 100%乙醇溶液:30min 100%乙醇溶液:30min 1.7.4 组织透明 由于乙醇与石蜡不相溶,而二甲苯既能溶于乙醇又能溶于石蜡,所以脱水后还要经过二甲苯以过渡。当组织中全部被二甲苯占有时,光线可以透过,组织呈现出不同程度的透明状态。 二甲苯Ⅰ:30min 二甲苯Ⅱ:10min 1.7.5 组织浸蜡 浸蜡的目的是除去组织中的透明剂(如二甲苯等),使石蜡渗透到组织内部达到饱和程度以便组织包埋。浸蜡时间根据组织的透蜡时间较长,需3h左右。浸蜡应在恒温箱内进行,并保持箱内温度在55℃左右,注意温度不要过高,以免组织发脆。 石蜡Ⅰ:1h

石蜡Ⅱ:1h。 石蜡Ⅲ:1h 1.7.6 组织包埋 将经过透蜡的组织连同熔化的石蜡,一起倒入容器内,然后立即投入冷水中,使其立刻凝固成蜡块的过程。包埋时,将纸盒放在温箱旁边,用镊子夹取组织平放于纸盒底部,,再用温镊子轻轻拨动组织,从温箱中取出盛放纯石蜡的蜡杯,沿壁倒入包埋用的纸盒中,速度要慢。待石蜡凝固(约30min)后放入冰箱保鲜层内以备后用。包埋时应根据组织材料、切片厚度、气候条件等因素,选择不同熔点的石蜡,新的石蜡一般要熬顿几次,以免石蜡固定后有气泡,影响切片。用于包埋的石蜡的熔点在50~60℃之间。 1.7.7 组织切片 (1)从冰箱里拿出蜡块,进行修快 (2)将已固定和修好的石蜡块台木装在切片机的夹物台上。 (3)将切片刀固定在刀夹上,刀口向上。 (4)摇动推动螺旋,使石蜡块与刀口贴近,但不可超过刀口。 (5)调整石蜡块与刀口之间的角度与位置,刀片与石蜡切片约成15度左右。 (6)调整厚度调节器到所需的切片厚度,先调约为25um,待切平后改为5um。 (7)一切调整好后方可以开始切片。此时右手摇动转轮,让蜡块切成蜡带,左手持毛笔将蜡带提起,摇转速度不可太急,通常以40-60r/min。 (8)切成的蜡带到10-20cm长时,右手用另一支毛笔轻轻地将蜡带挑起,以免卷曲,并牵引成带,平放在蜡带盒上,靠刀面的一面较光滑,朝下,较皱的一面朝上。 (9)感觉效果较好的蜡片一小段,用单面刀片切取,再放入约43℃的水浴锅中展片,观察切片是否良好。 (10)切片工作结束后,应将切片刀取下用氯仿擦去刀上沾着的石蜡,把切片机擦拭干净妥为保存。 1.7.8 贴片

电镜切片样品制作步骤知识讲解

A 悬浮培养的细胞、细菌、血细胞、精子等; 细胞使用PBS或无血清培养基离心漂洗1~2次以去除血清,离心转速依据不同离心机、不同样品自定,总时间控制在5min内;细胞团根据预设浓度在适量2.5%戊二醛吹悬,滴加在预先置入青霉素小瓶中的托盘,4℃静置沉降2~3天,在托盘周围加入PBS,以防止样品干燥。 B贴壁培养的细胞: 在培养皿中预先加入盖玻片,使细胞贴附于盖玻片上;PBS或无需请培养基漂洗后,放置在培养板室温固定1h,4℃3 h,注意放置干燥,自行转入青霉素小瓶中,加满PBS送检。SEM标本处理必须使用玻璃容器,需明确所用盖玻片尺寸可以放入青霉素瓶。 C组织取材 样品观察表面可达8~10mm2,高度小于5mm左右; 样品表面在固定前必须清洁:使用生理盐水或PBS冲洗掉表面的灰尘以及不需要观察的蛋白、粘液等。能够明确标识标本的观察面。消化道、呼吸道、血管、生殖器官、泌尿等官腔内表面,尤其要注意先清洗再固定。 如需要观察脏器内结构,应依照不同的实验目的,决定目的脏器是否需要灌注清洗; 固定2.5%戊二醛浸没标本,室温1h,4℃固定3h以上,换PBS送检。 附:2.5%戊二醛的配制 Step 1: 0.2M磷酸缓冲液的配制: --------------------- 磷酸二氢钠(NaH2PO4.H2O) 2.6克 磷酸氢二钠(Na2HPO4.12H2O)29克 双蒸馏水加至500毫升 pH调至7.4 Step 2: 戊二醛固定液的配制: --------------------- 25% 戊二醛1ml 双蒸馏水4ml 0.2mol/L磷酸缓冲液5ml 戊二醛最终浓度 2.5% pH值7.3-7.4

大鼠肝脏组织病理切片的制作和HE染色

大鼠肝脏组织病理切片的制作和HE染色 步骤如下: (一)固定与修块 取组织块放入Bouin氏液中,组织块的直径应小于7mm。6小时左右后用双面 刀片将组织块修剪成3-5mm3大小。 (二)脱水与透明 1. 75%乙醇50分钟 2. 85%乙醇50分钟 3. 95%乙醇(I) 30分钟 4. 95%乙醇(II) 30分钟 5. 100%乙醇(I) 30分钟 6. 100%乙醇(II) 30分钟 7 1/2二甲苯(乙醇与二甲苯等体积)20分钟 &二甲苯(I)20分钟 9 .二甲苯(II)10分钟(可依据透明效果而定) 若脱水不好,二甲苯溶液颜色会变混浊。在每一步骤之后,要充分滤干组织块,一般用筒纸吸干组织块上的液体,以免影响其他液体的浓度,但也要防止组织块干燥。全过程约需要5h。(三)浸蜡、包埋与修蜡块 1.浸蜡:将60C恒温箱打开,使石蜡充分溶解,待脱水与透明结束后,将组织块转入石蜡里,放置于60 C恒温箱120分钟。 2 .包埋:将60 C的石蜡倒入纸盒内,然后用小镊子将各组织块按一定的顺序排列好,使切面朝下。不同组别的同一组织包埋于一个蜡块中,以保证切片和染色条件相同。为防止倒入纸盒内的石蜡底部立刻凝固,可将纸盒置于一玻璃板 上(或大培养皿内),然后将玻璃板置于80-90 C左右热水上,包埋时蜡盒底部要放平,做蜡块的蜡要反复冻融较好。 3 .修蜡块:待纸盒内蜡凝固后,用刀片将其修成梯形,组织块与蜡块边缘之间的距离不得小于2mm。 (四)切片 在载玻片上擦少量甘油蛋白。可滴半滴甘油蛋白于载玻片上,用手指充分抹 匀,呈半干状为佳。切片厚约4-8卩m,将切片在55C左右水浴中展开,展开程度 以带黄颜色的组织完全摊平为准。用涂有甘油蛋白的载玻片从水浴中捞取切片,放入37C烘箱中过夜。每个组织块捞片2张。过夜后,将载玻片置于玻片架上, 进行下面的实验。 (五)脱蜡、染色与脱水 倾斜玻片架,将玻片架和载玻片下缘的试剂用筒纸吸干,减轻对其他试剂浓 度的影响。全过程约需要60分钟。 1.脱蜡 (1)二甲苯(I)15分钟 (2)二甲苯(II)15分钟 (3)100%乙醇2分钟 (4)95%乙醇(I)1分钟 (5)95%乙醇(II)1分钟 (6)蒸馏水浸洗1分钟 2 .染色

小鼠部分组织的石蜡切片制作

小鼠部分组织的石蜡切片制作 一、实验原理:利用脱水剂除去组织中的水分,再用透明剂二甲苯可以去除脱水剂酒精,而二甲苯可以溶解石蜡并将其导入到已脱水的组织细胞中,然后用熔化的石蜡对组织进行包 埋,冷却后即可将柔软的组织包埋在石蜡中,使其具有一定硬度,且不改变其大小和形状。用旋转切片机可将其切为极薄的薄片,经染色、脱水、装片后在显微镜下可以清晰地观察其 组织结构。 二、材料与用具 1 ?材料:小鼠肝脏、脾脏等。 2 ?用具:溶蜡箱、蜡杯、不同熔点的石蜡、酒精灯等。 三、实验内容与步骤 1 .取材及固定 取小鼠,采用拉颈处死或麻醉处死法将其杀死,取其脾脏和肝脏,切为边长约为0.5cm的组 织块。用先用0.85%的生理盐水漂洗以洗去血液与污渍,如果是管状组织则必须把管腔中污 物洗净,可用注射器自一端向管腔中注射生理盐水数次,使其管腔冲洗干净,切忌不可用刀 或其他器具刮之。 由动物身上切取的组织必须是新鲜的,材料越新鲜越好,一般不应超过死后24 hr。如果是 管状器官或是其中有分泌之消化液,则死后应迅速采取,以免组织自溶或上皮剥落。 取下的材料马上进行固定,采用FAA固定液,固定液的用量与组织块体积之比一般在20:1 , 固定时间2 hr以上,超过24hr时可继续浸泡或转入70%酒精中保存。不应使组织块贴于容器壁上,应记录固定液的名称,材料的种类,动物品种及开始固定的时间。 2 .冲洗 固定后的组织块在进行脱水前用70%酒精洗去固定液。 3 .脱水和硬化 经过固定后的组织在水洗后要进行脱水,脱水的目的将组织内的水分用酒精或其他溶剂置换 出来,使组织逐渐变硬,便于油类或其他透明及浸入,为熔化的石蜡浸渗到组织中创造条件。 常用的脱水剂是不同浓度的酒精,因为酒精与水有很大的亲和力,酒精浓度可以逐渐升高,置换出组织中的水。脱水必须充分,脱水不充分会影响透明和浸蜡。脱水过程要逐级上升,不能操之过急,跳级脱水会引起组织块强烈的收缩变形。 脱水所用的酒精浓度及过程如下: 30%> 5C%> 7%> 80%> 9%> 95%> 10(% (I )> 10(% (n ) 组织块在各级较低浓酒精(小于70% )中脱水的时间应视组织块的大小而定,大小不超过 0.5立方厘米的组织块脱水时间为6?12 hr,在高浓度酒精中(大于70%)脱水时间为3 hr 左右。组织块在无水酒精中需经过两次处理,以保证脱净水分。由于无水酒精有使组织变脆 的缺点,故在无水酒精中脱水的时间不宜过长,一般应在15?30 min左右。在脱水瓶中酒 精的量与组织块之比约为50:1。 简化步骤如下: 70% (一夜)——80% (1 hr)——90% (30 分)——95% (30 分)——100% (15 分)——酒精+二甲苯(15分)——二甲苯(3分)——石蜡+二甲苯(30分)——石蜡(80分) 4 .透明 透明是石蜡切片法切片前必经的一步。其目的在于用矿物油或植物油等透明剂置换出无水酒 精,以便于熔化的石蜡浸渗到组织间隙中,故透明剂必须是能分别与石蜡和酒精相溶的。经

组织病理切片制作流程(完整版)

组织病理切片的制作流程 1.取材 组织取材的方法是制作切片的一个重要程序,根据教学、科研及外检的具体要求取自人体(外科手术切除标本、活检标本、尸检标本)或动物,并确定取材的部位和方法。取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识,还要掌握实际操作技术,每个组织器官的取材都有一定的部位和方法,不能任意切取组织作为制片材料,不然,无法达到教学、科研和临床诊断的目的,具体要求如下: (1)材料新鲜:取材组织愈新鲜愈好,人体组织一般在离体后,动物组织在处死后迅速固定,以保证原有的形态学结构。 (2)组织块的大小:所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm,以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部,但根据制片材料和目的不同,组织块的较理想体积也不同,如制作病理外检、科研切片,其组织块可以薄取0.1~0.2cm即可,这样可以缩短固定脱水透明的时间,若制作教学切片厚取0.3 ~0.5cm,这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。 (3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利,切割时不可来回锉动。夹取组织时切勿过紧,以免因挤压而使组织、细胞变形。 (4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材,病理标本取材按照各病变部位、性质的不同,根据要求规范化取材。 (5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构,决定其切面的走向。纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键,如长管状器官以横切为好。 (6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等,可用水冲洗干净后再放入固定液中。 (7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后,或多或少会产生收缩现象,有时甚至完全变形。为此可将组织展平,以尽可能维持原形。 2.固定 (1)小块组织固定法:这是最常用的方法,从人体或动物体取下的小块组织,须立即置入液态固定剂中进行固定,通常,标本与固定液的比例为1:4~20,但组织块不宜过大过厚,否则固定液不能迅速渗透。故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。

小鼠部分组织的石蜡切片制作

小鼠部分组织的石蜡切片制作一、实验原理:利用脱水剂除去组织中的水分,再用透明剂二甲苯可以去除脱水剂酒精,而二甲苯可以溶解石蜡并将其导入到已脱水的组织细胞中,然后用熔化的石蜡对组织进行包埋,冷却后即可将柔软的组织包埋在石蜡中,使其具有一定硬度,且不改变其大小和形状。用旋转切片机可将其切为极薄的薄片,经染色、脱水、装片后在显微镜下可以清晰地观察其组织结构。 二、材料与用具1.材料:小鼠肝脏、脾脏等。 2.用具:溶蜡箱、蜡杯、不同熔点的石蜡、酒精灯等。 三、实验内容与步骤 1.取材及固定取小鼠,采用拉颈处死或麻醉处死法将其杀死,取其脾脏和肝脏,切为边长约为0.5cm 的组织块。用先用0.85 %的生理盐水漂洗以洗去血液与污渍,如果是管状组织则必须把管腔中污物洗净,可用注射器自一端向管腔中注射生理盐水数次,使其管腔冲洗干净,切忌不可用刀或其他器具刮之。 由动物身上切取的组织必须是新鲜的,材料越新鲜越好,一般不应超过死后24 hr 。如果是管状器官或是其中有分泌之消化液,则死后应迅速采取,以免组织自溶或上皮剥落。 取下的材料马上进行固定,采用FAA 固定液,固定液的用量与组织块体积之比一般在20:1 ,固定时间2 hr 以上,超过24hr 时可继续浸泡或转入70% 酒精中保存。不应使组织块贴于容器壁上,应记录固定液的名称,材料的种类,动物品种及开始固定的时间。 2.冲洗固定后的组织块在进行脱水前用70% 酒精洗去固定液。 3.脱水和硬化 经过固定后的组织在水洗后要进行脱水,脱水的目的将组织内的水分用酒精或其他溶剂置换出来,使组织逐渐变硬,便于油类或其他透明及浸入,为熔化的石蜡浸渗到组织中创造条件。常用的脱水剂是不同浓度的酒精,因为酒精与水有很大的亲和力,酒精浓度可以逐渐升高,置换出组织中的水。脱水必须充分,脱水不充分会影响透明和浸蜡。脱水过程要逐级上升,不能操之过急,跳级脱水会引起组织块强烈的收缩变形。 脱水所用的酒精浓度及过程如下: 30 % 50 % 70 % 80 % > 90 % > 95 % > 100 % (I )100 % (n ) 组织块在各级较低浓酒精(小于70 %)中脱水的时间应视组织块的大小而定,大小不超过

电镜切片样品制作步骤

扫描电镜样品的准备 A悬浮培养的细胞、细菌、血细胞、精子等; 细胞使用PBS或无血清培养基离心漂洗1~2次以去除血清,离心转速依据不同离心机、不同样品自定,总时间控制在5min内;细胞团根据预设浓度在适量 2.5%戊二醛吹悬,滴加在预先置入青霉素小瓶中的托盘,4℃静置沉降2~3天,在托盘周围加入PBS,以防止样品干燥。 B贴壁培养的细胞: 在培养皿中预先加入盖玻片,使细胞贴附于盖玻片上;PBS或无需请培养基漂洗后,放置在培养板室温固定1h,4℃3 h,注意放置干燥,自行转入青霉素小瓶中,加满PBS送检。 SEM标本处理必须使用玻璃容器,需明确所用盖玻片尺寸可以放入青霉素瓶。 C组织取材 样品观察表面可达8~10mm2,高度小于5mm左右; 样品表面在固定前必须清洁: 使用生理盐水或PBS冲洗掉表面的灰尘以及不需要观察的蛋白、粘液等。能够明确标识标本的观察面。消化道、呼吸道、血管、生殖器官、泌尿等官腔内表面,尤其要注意先清洗再固定。 如需要观察脏器内结构,应依照不同的实验目的,决定目的脏器是否需要灌注清洗;固定 2.5%戊二醛浸没标本,室温1h,4℃固定3h以上,换PBS送检。 附: 2.5%戊二醛的配制

Step 1: 0.2M磷酸缓冲液的配制:--------------------- 磷酸二氢钠(NaH2PO 4.H2O) 2.6xx 磷酸氢二钠(Na2HPO 4.12H2O)29xx 双蒸馏水加至500毫升pH调至 7.4 Step 2: 戊二醛固定液的配制: --------------------- 25%戊二醛1ml 双蒸馏水4ml 0.2mol/L磷酸缓冲液5ml 戊二醛最终浓度 2.5% pH值 7.3-

病理组织切片制作过程详解

病理组织切片制作过程详解 -森贝伽生物实验代做中心 公司中心实验室建设有病理学,分子生物学,细胞生物学,免疫学,蛋白质组学,实验动物模型构建,生物芯片,生物信息学等实验技术服务平台。此外,还提供技术咨询培训,课题合作设计与申报,论文翻译润色等实验技术服务。 1.取材 取材的好坏,直接影响切片的质量。取材时,首先要有一把锋利的取材刀,在切割组织时要避免取材刀来回拖拉,切取的组织块厚薄要均匀,一般厚度以0.2 ~0.3cm 为适,较容易发脆的组织如甲状腺、肝脏、血块、淋巴结、大块癌组织等可适当厚一点,而脂肪组织、肺组织、纤维性肿瘤、平滑肌瘤等致密的或试剂不易渗入的组织应取薄一些;淋巴结应修掉两侧球冠,并尽量剔除周围的脂肪组织。在取材中还应十分注意组织内是否有缝线或骨组织,如碰到不可避免的钙化组织,一定要非常小心。在切取纤维组织、肌肉组织、胃肠道时,应注意纤维及肌肉的走向,取材时尽可能按与纤维平行走向切取为佳。 (1)材料新鲜:取材组织愈新鲜愈好,人体组织一般在离体后,动物组织在处死后迅速固定,以保证原有的形态学结构。 (2)组织块的大小:所取组织块较理想的体积为2.0cm ×2.0cm ×0.2cm ,以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部,但根据制片材料和目的不同,组织块的较理想体积也不同,如制作病理外检、科研切片,其组织块可以薄取0.1~0.2cm 即可,这样可以缩短固定脱水透明的时间,若制作教学切片厚取0.3 ~0.5cm ,这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。 (3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利,切割时不可来回锉动。夹取组织时切勿过紧,以免因挤压而使组织、细胞变形。 (4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材,病理标本取材按照各病变部位、性质的不同,根据要求规范化取材。 (5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构,决定其切面的走向。纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键,如长管状器官以横切为好。 南京森贝伽生物科技有限公司 实验技术服务,代做实验

组织切片制作步骤

如何做出一张合格的组织切片? 一般要先取材→固定→透明→包埋→切片,最后进行染色组化等操作。本文着重叙述取材以后如何进行包埋和切片。 包埋可分为OCT包埋(冰冻切片)与石蜡包埋。 .冰冻切片对于组织的抗原性保留比较好,但是形态保留比较差,一般用来做原位杂交ISH,免疫荧光IF。冰冻切片较厚一般厚度8~15μm。冰冻包埋步骤较为简洁,固定之后,直接用镊子将样品放置到样品托上,挤压OCT完全包裹组织,放入冷冻机待OCT凝固即可。凝固后就可以直接切片。如果不能及时切片,用锡箔纸包装好,放入-80℃存放。 .石蜡切片,一般用来做HE染色或者免疫组织化学IHC。厚度更薄,一般为4um,工艺较为复杂并且制作样本的好坏取决于不同组织的种类和组成,更加依赖制作者的经验,需要在实验过程中不断优化才能得到最佳的实验条件。 下面是石蜡包埋和切片的具体步骤: 一、实验材料

动物组织,4%多聚甲醛(PFA),PBS,ddH2O,二甲苯,梯度乙醇,石蜡,石蜡包埋机。 二、实验步骤 1、取材:针对各组织部位规范化取新鲜组织,并用刀片单向切割成约3-4mm大小组织块,不要超过5mm。 2、固定:将切好的组织块放入4%多聚甲醛(PFA)中固定,以组织块与4%多聚甲醛体积比1:7为宜。PFA最好现用现配,一般在4度固定24~48h即可,固定时间因组织而异。冰冻切片可以直接用丙酮固定。其他固定液比如缓冲福尔马林PBS配的福尔马林含有K+和Na+,PH=7.4。 固定的原理是采用蛋白质凝固剂,使细胞内的物质尽量接近其生活状态时的形态结构、位置和除水以外的物质的过程。固定的目的是为了防止组织细胞自溶与腐败,防止细胞内的酶对蛋白质的分解作用,使细胞内的各种成分如蛋白质、脂肪、碳水化合物、酶类转变为不溶性物质,以保持原有的结构和生活时相仿。 关于固定液的选择可以参考这篇文章[1]。 3、洗去PFA:固定完毕后,流水冲洗3次,每次5分钟。 4、脱水透明:此步骤应根据不同组织设置合适时间,基本流程如下

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