蛋白质乙酰化总结
蛋白质乙酰化总结
蛋白质乙酰化一直被认为是真核生物独有的现象，然而近期越来越多的证据表明乙酰化也许同样广泛的影响原核生物的生理。应用针对乙酰化赖氨酸的抗体，可以将细菌总蛋白胰蛋白酶水解得到的乙酰化肽段富集，将富集的肽段经过HPLC/MS/MS分析，可以得到乙酰化蛋白质组。由于菌株的不同，选用抗体的不同及样品生长时期的不同，各国的研究者得到了不完全相同的乙酰化蛋白质组[1-3]。在2株不同的大肠杆菌菌株中分别发现了85[3]和91[2]个乙酰化蛋白质，其中与代谢途径及调控因子相关的超过70%。在沙门氏菌中找到的191个乙酰化蛋白质中大约有一半为代谢途径中的酶[1]。
蛋白质乙酰化在原核生物中主要表现在以下几个方面：直接影响酶的活性，影响蛋白质之间的相互作用，影响代谢流走向。
1．乙酰辅酶A合成酶是原核生物中最早研究的乙酰化影响酶活的实例，已在大肠杆菌、沙门氏菌、枯草芽胞杆菌等多种细菌中发现。可逆的乙酰化调控了ACS的活性，通过对单一位点的赖氨酸残基的乙酰化作为控制酶活的开关。在细菌中，GNAT的一个成员（沙门氏菌的PAT，枯草芽胞杆菌的AcuA）通过乙酰化ACS活性中心的一个赖氨酸残基抑制乙酰辅酶A和AMP的合成[4, 5]。经修饰后其酶活下降到很低的水平，几乎检测不到，恢复活性需要去除乙酰基团[4]。同样在沼泽红假单胞菌中苯甲酰辅酶A合成酶BadA，对羟基苯甲酰辅酶A 合成酶HbaA和六氢苯甲酰辅酶A合成酶AliA的活性位点的赖氨酸也会被PAT 乙酰化修饰后失活。在沙门氏菌[4, 6]和哺乳动物线粒体[7]中，去乙酰化的反应是由sir2催化的（分别为cobB和SIRT3）。在枯草芽胞杆菌和沼泽红假单胞菌中，sir2（SrtN）[5]和1类的KDAC（AcuC或LdaA）[5, 8]都可以催化。
2．作为双组分调控系统家族的应答调控因子，CheY会被相应的激酶CheA 磷酸化，磷酸化位点是单一的天冬氨酸残基。磷酸化的CheY高亲和的结合到开关组分FliM，提高了鞭毛顺时针转动的能力。磷酸化的CheY不稳定，会被辅助性的磷酸酶CheZ去磷酸化[9]。有报道说CheY在体内可以被乙酰化[10, 11]。乙酰化发生在CheY与CheA、CheZ和Flim相互作用[12]表面的羧基端的6个赖氨酸上。CheY的6个赖氨酸位点中有5个位于CheY与其他组分相互作用的位置。
这使得他可以轻易破坏这种相互作用，尤其是可以避免被磷酸化信号CheY激活所有的下游信号[13]。已有两种乙酰化机制发现：利用乙酰辅酶A提供乙酰基自乙酰化[14]或者ACS催化的利用乙酸提供乙酰基[15, 16]。第三种机制可能是由一种未知的乙酰转移酶进行乙酰化[10, 11]。两种去乙酰化机制：一种依靠ACS 介导CheY的可逆乙酰化[15, 16]，另一种是依赖sir2的CobB。也许CobB依赖的去乙酰化在体内占优势[10, 11]。
3．在原核生物和真核生物中，中心代谢的酶被乙酰化的现象相当普遍[1-3, 17, 18]。发生乙酰化的酶包括许多中心代谢过程，如合成乙酰辅酶A（ACS和丙酮酸脱氢酶），糖酵解，糖异生，TCA循环，甘油醛途径，糖元合成，氨基酸合成，脂肪酸代谢，尿素解毒[1, 2, 17]。利用不同碳源，中心代谢的酶的乙酰化状态会随之改变，乙酰化也许会调控代谢流的变化，指导碳源在某种条件下流向为一种途径（如生长在葡萄糖过量条件下），而在另一种竞争性的条件下流向其它途径（如生长在TCA中间产物条件下）[1, 18]。例如在沙门氏菌中，糖酵解的EMP途径中所有的酶都有乙酰化现象，其中大部分的酶是双向的，既可以沿酵解的方向生成丙酮酸、乙酰辅酶A进入三羧酸循环，又可以沿糖异生的途径合成不同长度的碳骨架。在以葡萄糖为碳源时，EMP途径的很多酶乙酰化程度提高，3-磷酸甘油醛脱氢酶（GapA）作为其中一个双向酶乙酰化程度也有所提高。该酶经cobB或者PAT处理后的酶活测定结果表明，经PAT处理后（乙酰化程度较高），沿糖酵解方向的酶活高，糖异生方向的酶活低；反之，经cobB处理后（乙酰化程度较低），沿糖异生方向的酶活高，糖酵解方向的酶活低。这种酶活上的差异使得在葡萄糖为碳源时，代谢流的方向会偏向酵解。当碳源换为无需经过EMP途径而直接进入三羧酸循环的柠檬酸时，EMP途径的酶乙酰化水平降低，代谢流的方向偏向糖异生。葡萄糖经同位素标记后经由糖酵解途径和糖异生途径的代谢流比值在野生型沙门氏菌中为3.77，当敲除掉PAT后，胞内蛋白质乙酰化程度降低，这个代谢流比值降为2.68，有更多的葡萄糖流向了糖异生途径，而敲除cobB后，该比值增为5.55，这说明蛋白质乙酰化水平确实影响了代谢流。本文现有的研究也表明利用不同的碳源和氮源，野生型菌株和敲除了去乙酰化酶cobB的菌株会有一些差别，这表明乙酰化确实影响一部分代谢过程。
蛋白质乙酰化的现象已在大肠杆菌、沙门氏菌、枯草芽胞杆菌、沼泽红假单
胞菌等多种原核生物中发现，预示着这种通过蛋白质水平的乙酰化修饰可能是普遍存在于原核生物的。已经发现有蛋白质乙酰化现象的原核生物中找到了乙酰化酶和去乙酰化酶保守性比较强，各自归为2类，我们根据序列的保守性在类球红细菌中也找到了与沙门氏菌的去乙酰化酶同源性较高的蛋白质，也命名为cobB。蛋白质在被乙酰化修饰后都不同程度的改变了性质，引起酶活或者构象的改变，说明乙酰化的修饰对蛋白质本身的功能进行了调控。
参考文献
1. Nam, K.H., et al., Crystal structure of bacterioferritin from Rhodobacter
sphaeroides.Biochemical and Biophysical Research Communications, 2010.
391(1): p. 990-994.
2. Zhang, Y.P., E.L. Pohlmann, and G.P. Roberts, Effect of Perturbation of ATP
Level on the Activity and Regulation of Nitrogenase in Rhodospirillum rubrum.
Journal of Bacteriology, 2009. 191(17): p. 5526-5537.
3. Yu, B.J., et al., The diversity of lysine-acetylated proteins in Escherichia coli.
Journal of Microbiology and Biotechnology, 2008. 18(9): p. 1529-1536.
4. Starai, V.J., et al., Sir2-dependent activation of acetyl-CoA synthetase by
deacetylation of active lysine. Science, 2002. 298(5602): p. 2390-2392.
5. Lee, J.K., et al., Transcriptional Regulation of Puc Operon Expression in
Rhodobacter-Sphaeroides - Involvement of an Integration Host Factor-Binding Sequence. Journal of Biological Chemistry, 1993. 268(32): p.
24491-24497.
6. Starai, V.J., et al., Short-chain fatty acid activation by acyl-coenzyme A
synthetases requires SIR2 protein function in Salmonella enterica and Saccharomyces cerevisiae. Genetics, 2003. 163(2): p. 545-555.
7. Schwer, B., et al., Reversible lysine acetylation controls the activity of the
mitochondrial enzyme acetyl-CoA synthetase 2.Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2006. 103(27): p.
10224-10229.
8. Crosby, H.A., et al., Reversible N epsilon-lysine acetylation regulates the
activity of acyl-CoA synthetases involved in anaerobic benzoate catabolism in Rhodopseudomonas palustris.Molecular Microbiology, 2010. 76(4): p.
874-888.
9. Vladimirov, N. and V. Sourjik, Chemotaxis: how bacteria use memory.
Biological Chemistry, 2009. 390(11): p. 1097-1104.
10. Yan, J.S., et al., In vivo acetylation of CheY, a response regulator in
chemotaxis of Escherichia coli. Journal of Molecular Biology, 2008. 376(5): p.
1260-1271.
11. Li, R., et al., CobB regulates Escherichia coli chemotaxis by deacetylating the
response regulator CheY. Molecular Microbiology, 2010. 76(5): p. 1162-1174.
12. Eisenbach, M., A hitchhiker's guide through advances and conceptual changes
in chemotaxis. Journal of Cellular Physiology, 2007. 213(3): p. 574-580.
13. Liarzi, O., et al., Acetylation represses the binding of CheY to its target
proteins. Molecular Microbiology. 76(4): p. 932-943.
14. Barak, R., et al., The chemotaxis response regulator CheY can catalyze its own
acetylation. Journal of Molecular Biology, 2006. 359(2): p. 251-265.
15. Barak, R., et al., Acetyladenylate or Its Derivative Acetylates the Chemotaxis
Protein Chey Invitro and Increases Its Activity at the Flagellar Switch.
Biochemistry, 1992. 31(41): p. 10099-10107.
16. Barak, R., et al., Acetylation of the chemicals response regulator CheY by
acetyl-CoA synthetase purified from Escherichia coli.Journal of Molecular Biology, 2004. 342(2): p. 383-401.
17. Kim, S.C., et al., Substrate and functional diversity of lysine acetylation
revealed by a proteomics survey. Molecular Cell, 2006. 23(4): p. 607-618. 18. Li, X., et al., Derepressive effect of NH?4+ on hydrogen production by
deleting the glnA1 gene in Rhodobacter sphaeroides.Biotechnology and Bioengineering, 2010. 106(4): p. 564-572.