常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法

在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法

(一)灌胃法

此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠

灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg

3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。

(二)口服法

口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，便其自然吞咽。

二注射给药法

注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用的给药方法，给药时应注意针头的选择 (鼠类：4～5号，兔、猫、犬、猪、猴：6～8号)。

(一)皮下注射法

注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩肿间、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮下注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。以小白鼠为例，将小白鼠放在笼盒盖上，用左手小指和无名指捏住鼠尾，轻轻向后拉，用拇指和食指捏起背部皮肤，再用右手持注射器，右手将注射器的针头水平刺入背部皮下。针头可用5号针头。推送药液使注射部位隆起。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。

注射量：大鼠为 1ml/100g、小鼠为 0.1～0.3ml/10g。

鸟类皮下注射通常选取翼下部位，可注射0.3ml～0.5ml药液。鸽类皮肤弹性差，注射液有时从针口流出。

(二)皮内注射法

固定动物的方法和注射部位与皮下相同。将注射部位脱毛、消毒，用左手拇指和食指压住皮肤并便之绷紧，在两指之间，用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内，然后向上挑起并再稍刺入，当针头不能左右摆动时，即表明针头在皮内，回抽无回流后，即可缓慢注射，皮肤表面出现白色桔皮样隆起，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内。注射量：小鼠为

0.1ml/次/穿刺部位。

(三)肌肉注射法

肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬、猴等大型动物选臂部注射。注射时针头宜垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。

小鼠：可二人合作，一人一手抓住小鼠头部皮肤，另一手抓住尾巴。另一人取连有4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。注射量：不超过0.1ml。

也可一人操作，方法是左手单手控制小鼠，并见将小鼠右脚趾拉放于左侧面，用左手无名指压住。将针头刺入右腿外侧肌肉。

家兔：将家兔用小动物手术台固定，注射部位可选择大腿肌肉。例如家兔股四头肌注射法：在家兔腿部两侧四头肌部位皮肤，用2%碘酒消毒，再用75%酒精擦去碘质，分别在股四头肌部位注射药液1 ml和 2 ml，作药物局部刺激性实验。

鸟类：禽鸟类肌肉注射常选取胸肌或腓肠肌肌肉注射，方法同大、小鼠。

(四)腹腔注射法

给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，便腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量便动物头处于低位，便内脏移向上腹，右手持连有5号针头的注射器从下腹两侧向头部方向刺入，控制针头与腹部的角度不宜太小，否则易误入皮下。针头亦不宜刺入太深或太近上腹部，以避免损伤内脏。将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。

小鼠注射量为 0.2～0.4ml/10g

兔、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，便其腹部朝上，实验者即可进行操作。其位置:家兔下腹部近腹中线左右两侧 lcm处，犬脐后腹中线两侧边 1～2cm处进行腹腔注射。

(五)静脉注射法

1．小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将小鼠固定在暴露尾部的固定器内，尾

部用40℃的温水浸润几分钟或用 75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张充血。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持带有4号针头的注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾巴近末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉。注射量为 0.05～0.2ml/10g

2．大鼠: 将小鼠固定在暴露尾部的固定器内，露出尾巴，用10 ml试管盛45℃～50

℃的温水浸润1～2分钟或用 75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化，可明显见到三根暗红色的尾静脉。选择较明显的一条，在尾下1/4处，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度（小于30度）进针，刺入，针头在尾静脉内平行推进少许，左手的三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾一起捏住，以防大鼠活动将针头脱出。注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉。注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。

注意：大小鼠尾静脉注射部位应尽量选在鼠尾下1/3处，此处皮薄，血管较易注入，常用鼠尾左右两侧两根尾静脉，因其位置较固定，容易注入。背侧尾静脉由于其位置容易动，固一般少用。腹侧面是动脉，不采用作静脉注射。

大鼠舌下静脉注射：

将大鼠用40mg/kg戊巴比妥钠腹腔注射法麻醉，用鼠板固定大鼠，当大鼠进入麻醉状态后，用止血钳将大鼠舌头稍微拉出，露出舌下正中小静脉，用左手持止血钳固定舌尖部，右手持连有4号针头的注射器，在舌下静脉近中部向舌头基底部方向进针，刺入舌下静脉血管，使针头与血管平行。慢慢向前推进，当进针顺利时，表示针头已进入舌下静脉，可以慢慢推注药液。注射完毕将针头抽出，用干棉球压迫注射部位止血。

3．家兔:一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的

毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，再涂上一薄层凡士林，此时可清楚见到充血的耳缘静脉，然后用左手拇指和食指压住耳根端，待静脉显著充盈后，右手取连有4 1/2号针头的注射器，针头从靠近耳尖部刺入静脉，顺血管平行方向深入1cm，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指，移至针头刺入部位，将针头和兔耳固定，然后向外略抽一下注射器，如有血液回流，即可注入药液。或当针头插入血管后不必回抽，针头在血管推进顺利，捎推注射液，即能自然注入，皮下不起液泡，即证实药液注进血管。注射后，拔出针头，用纱布或脱脂棉压迫止血。

注意：（1）如注射处组织变白，变厚，或注射时推注阻力大，表示针头未插入血管，应

拔出针头重插。兔耳中间的是动脉，兔耳内缘的静脉因毛多皮厚，故不宜作静脉注射用。（2）注射针头的号码代表针头内径的粗细。注射部位的组织坚韧宜用粗针头，以免弯曲、折断；如组织柔嫩或血管细小，宜用细针头，以免损伤组织。

4．犬:

后肢外侧小隐静脉注射法：

小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧面浅表皮下，由前侧向后走向。将狗固定侧卧，把注射部位毛剪去，先用碘酒，后用酒精擦抹消毒皮肤。助手用手紧握股部，压迫血管，使静脉不回流，此时可见到充血的小隐静脉，右手持连有5 1/2号或5号的注射器，将针头向血管旁皮下先刺入，而后与血管平行刺入静脉。如进针顺利，回抽针栓有回血，放松对静脉近端的压迫，将针头顺血管再刺进稍许。然后一手固定针头，一手将药液缓缓注入静脉。注意要很好固定静脉，因为静脉只隔一层皮肤，浅而易滑动，注射时针头不可刺入过深，方向一定要与血管平行。

前肢内侧头静脉注射法：

前肢内侧头静脉在前肢内侧面皮下，靠前肢内侧外缘走向，比后肢外侧小隐静脉还粗一些，而血管比较容易固定。因此常用作静脉注射及取血用。注射方法与前述后肢外侧小隐静脉注射法相同。

舌下小静脉注射法：

此法较方便有效，用于补注麻醉药或紧急注射药物等用。注射前将麻醉的狗嘴打开，用舌钳包着纱布把舌头拉出，并翻向背侧，即可见到清楚的舌下小静脉，可找一根较粗的作静脉注射用。将舌头尽量拉出，左手拇指压迫舌下静脉根部，见到充血舌下静脉，用连4号针头的注射器与血管平行插进静脉、回血，推进药液。注射完毕将针头抽出，立即用干棉球压迫止血，或用止血粉止血。因舌下小静脉周围都是软组织，且血管分布很丰富，故应选择4 1/2号以下的细号针头，注射完毕要及时有效止血。

5．豚鼠:可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。

6．猴:猴常在后肢小隐静脉、皮下静脉或股静脉注射，注射方法与犬静脉注射法基本相同。

7．猪:可在耳静脉、颈静脉注射。

8．蟾蜍胸淋巴囊注射法

取蟾蜍一只，一手抓住蟾蜍身体，固定四肢，使腹部朝上；另一手持（4～7号针头）将针头插入口腔，通过下颌肌肉而刺入，注射药液后拨出针头，由于下颌肌内收缩使针孔闭合，可避免药液漏出。注射量每只0.25～1.Oml。

三其它途径给药法

除上述较常用的给药途径外，还有其他一些给药方法，如呼吸道给药、皮肤给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等等。

1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸入一定量的氨气，二氧化碳等观察呼吸，循环等的变化；给动物定期吸入一定量的SO2。用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用剪毛剪将第七腰椎周围被毛剪去，用3％碘酊消毒，而后用75％酒精将碘酊擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管

内时（蛛网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这是不要再向下刺，以免损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。

4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

7．脚掌注射法：

（1）小鼠：注射前小鼠应先麻醉。因前脚需用以取食，故仅能用后脚掌。针头刺入约5mm，即可推液，最大量为0.25ml。如果使用福氏完全佐剂，注入脚掌后，可使足掌部形成严重肿胀、溃疡及坏死，动物行动困难，因此，若非实验必须，最好不要使用。其它试剂虽然不致引起如此强烈的反应，最好仅用一只后脚掌。

（2）豚鼠：由助手固定好动物，使后脚掌面向操作者。用棉签沾水将脚掌洗净，特别是脚趾之间，再用酒精棉消毒。其它同小鼠。针头刺入约5mm即可推液。最大量为0.25ml。

实验四、不同给药途径对药物作用的影响

实验四、不同给药途径对药物作用的影响 授课教师郭育慧授课序次4授课类型实验课授课学时2 授课题目（章节）第4次实验实验四 不同给药途径对药物作用的影响教学目的与要求1、观察给药途径不同对药物作用的影响；2、掌握小白鼠的捉拿及给药（灌胃、腹腔注射等）方法。教学重点与难点重点验证不同给药途径对药物作用的影响（途径）。难点动物的给药方法及实验结果的讨论教学方法与手段讲授、示教、实验操作。使用教材及参考书 1、使用教材：（1）药理学，第四军医大学出版社，魏庆华、滕淑静主编，第1版xx年7月；（2）药理学实验与学习指导，金虹、令红艳主编，第2版xx年1月。 2、参考书：朱岫芳、鱼江主编，药理学，吉林出版集团，第3版，1997年9月教案续页教学内容辅助手段时间分配实验四 不同给药途径对药物作用的影响 【目的要求】 1、观察不同给药途径对药物作用的影响。 2、练习小白鼠的捉拿及给药方法。 【实验原理】

给药途径不同，药物首先到达的器官和组织不同，致使药物的吸收和分布也不同，药物效应因而呈现差异。静脉吸收最快，产生作用最强，其他给药途径的吸收速度依次是：呼吸道>腹腔注射>肌肉注射>皮下注射>皮内注射>口服>贴皮。主要包括“量差异”（即同一效应，出现作用强度不同）和“质差异”（即出现不同的药理效应）。硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药。口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水分吸收减少，肠容积增大，刺激肠壁，促进肠道蠕动而泻下。镁盐还能引起二指肠分泌胆囊素，此激素能刺激肠液分泌和肠道蠕动。注射给药可使血中Mg2+增加，Mg2+ 和Ga2+化学性质相似，可以特异地竞争Ga2+受点，拮抗Ga2+的作用，阻止运动神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。与此同时，也作用于中枢神经系统，引起感觉和意识消失。过量时，引起呼吸抑制、血压骤降以至死亡。静脉缓慢注射氯化钙，可立即消除Mg2+ 的作用。尼可刹米属于中枢兴奋药，可直接或反射性地兴奋延髓呼吸中枢，但若剂量过大，则可引起中枢神经系统各个部位广泛兴奋，导致惊厥发生，甚至死亡。本实验对小白鼠给过量的尼可刹米，以观察不同给药途径对药物作用的影响。 【实验条件】 实验动物小白鼠4 只实验器材天平、烧杯（1000ml）注射器（1ml）、针头、小鼠灌胃器药品2%的尼可刹米、10%硫酸镁溶液

中医药实验动物科技“十一五：

关于举办“第五届中国中医药实验动物科技交流会”的通知 （第三轮） 由中国实验动物学会中医药实验动物专业委员会主办、XX中医药大学承办的“第五届中国中医药实验动物科技交流会”将于2009年8月23日至8月26日在XX召开。现在会议正在积极筹备中，欢迎从事实验动物科学、中医中药学、生物学和畜牧兽医学等相关学科领域研究人员、“中国实验动物学会中医药实验动物专业委员会”的委员踊跃投稿和参加会议。 一、会议内容： 1、邀请国内著名的实验动物与动物实验专家做精彩的专题特别演讲； 2、开展中医药实验动物科技交流； 3、中医药实验动物科技人员专题讨论； 4、举办动物实验仪器设备及相关产品的介绍和展示活动； 5、参观XX实验动物资源中心、XX中医药博物馆、XX光源等。 XX实验动物资源中心 XX实验动物资源中心是由XX市政府投资1.85亿元打造的XX市研发公共服务平台之一，隶属于XX市科学技术委员会。XX实验动物资源中心包括XX市实验动物质量监督检验站、XX西普尔-必凯（BK）实验动物XX和上XX方模式生物研究中心。 XX市中医药博物馆 XX中医药博物馆位于XX中医药大学内，是我国目前具有相当规模的中医药史专业博物馆。雅致、新颖、大气，弘扬中医药传统文化，普及中医药科学知识，展示中医药悠久历史，反映中医药学从形成到繁荣、从继承到创新的轨迹，是博大精深的中医药学和中医药文化的缩影。 XX光源 XX光源坐落在X江高科技园区，总投资约12亿元。一台高性能的中能第三代同步辐射光源，能量居世界第四（仅次于日本SPring-8、美国APS、欧洲ESRF），是目前世界上正在建造或设计中的性能最好的中能光源之一。它是我国迄今为止最大的大科学装置和大科学平台，是生命科学、材料科学、环境科学、地球科学、物理学、化学、信息科学等众多学科研究中不可替代的先进手段和综合研究平台，也是先进产业技术研发的重要手段。 二、征文内容： ①实验动物在中医药领域中的应用研究；②动物实验研究新成果及新技术、新方法、新进展； ③中医理论指导下的动物实验方法与思路；④中医药系统动物实验设施的建设与运行管理；⑤中医证候动物模型的复制和规X化研究；⑥动物模型在中医基础理论研究中的运用；⑦实验动物种质资源的开发与应用；⑧人类疾病动物模型的研究开发与应用；⑨中医药实验动物课程教学与人才培养；⑩中医药研究中的实验动物质量控制和标准化研究。 三、征文要求： 参会论文要求是尚未发表或近两年内发表的学术论文（文责自负），论文按照《中国比较医学杂志》的论文格式要求打印，并以软盘或电子形式提交论文电子版（word文档）。征文截止日期为2009年7月31日。

实验1实验动物的捉持法和给药法 (1)

实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4 家兔捉持法 5．豚鼠

豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml 注射器上即成。 图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5 －10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清

动物实验给药剂量换算

动物实验给药剂量换算

————————————————————————————————作者: ————————————————————————————————日期: ?

动物实验给药剂量换算 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD５０与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候,差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的,但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是ＬD50。至于该选择ＬD50的多少分之一来作为参考剂量,众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表,列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表,几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ，换算成大鼠的剂量: 大鼠的剂量=X mg/kg×70ｋg×0.０18/200g=X ｍg/kg×7０ｋg×0.0１8/0.２ｋg＝6.3 X ｍg/kg.

中药制药专业三年制高职

中药制药技术专业(三年制高职)教学计划 一、前言 高职高专教育是我国高等教育的重要组成部分，目标是培养拥护党的基本路线，适应生产、建设、管理、服务第一线需要，德、智、体、美、劳全面发展的高等技术型应用人才。按照教育应面向现代化、面向世界、面向未来的要求制定本专业教学计划。 二、专业培养目标及业务培养要求 [专业培养目标] 本专业培养面向二十一世纪适应我国社会主义现代化建设需要，具有必要的传统中医药理论知识和较强的实践能力，服务于生产、建设、管理第一线的实用型中医药人才，直接为社会创造物质财富和经济效益。 [业务培养要求] 本专业培养的毕业生是具有必要的理论知识和较强实践能力，能够把科学技术转化为生产力，解决生产经营中的实际问题，直接创造物质财富和经济效益。毕业去向主要为医院、药品生产企业、药品经营企业等。 [具体培养要求] 1、热爱祖国，拥护中国共产党的领导，拥护改革开放政策，具有为社会主义现代化建设服务的事业心和责任感。 2、具有勤奋好学、艰苦奋斗、实干创新的精神，热爱劳动、遵纪守法、团结同事的良好道德品质。懂得一定的社会、人文科学和经济管理知识，具有良好的文化素养和心理素质。 3、获得中药学实验研究技能和科学思维方法的基本训练，能从理论与实践相结合的角度出发解决中药学方面的实际操作性问题，培养既有理论知识又有操作能力的中药学技术人才。 4、获得中药的生产管理、药事管理的基本知识和科学研究的初步训练，掌握本专业所需要的技术、管理和利用开发的能力。 5、较好地掌握一门外国语（英语），能较熟练地查阅本专业外文文献，具有基本的专业性听、说、写能力。较好的掌握计算机的理论知识及应用技能，达到一级水平的考核。 6、具有良好的身心素质和社会交往能力。 三、修业年限 修业年限3年。 四、主干学科和主要课程 [主干学科] 中医学基础、中药药理学、中药药剂学 [主要课程] 无机及分析化学、中医学基础、中药学、基础药理学、方剂学、药用植物学、中药化学、中药药理学、中药鉴定学、中药炮制学、中药药剂学、制剂设备、有机化学、解剖生理学等。

实验动物的给药方法

3.4 实验动物的给药方法 3.4.1 经口投药法 (1) 口服法． 口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。 (2) 灌服法 灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种： ①固体药物口服 一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。 ②液体药物灌服 小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。 给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。 3.4.2 注射给药

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法 一、经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药法。 1、鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2、兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射

肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。 3、家兔：一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手食指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以无名指放在耳下作垫，右手持注射器从静脉末端刺入血管，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。 三、给药剂量 不同种类的实验动物一次给药能耐受的最大剂量不同，灌胃太多时易导致胃扩张，静脉给药剂量过多时易导致心力衰竭和肺水肿。现将不同种类实验动物一次给药最大耐受量列出，以供参考。 为观察某种药物对动物的作用时，给药剂量的准确与否是个很重要的問题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能导致动物中毒死亡。

常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法标准化管理部编码-[99968T-6889628-J68568-1689N]

一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法。1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法

(一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。(四)静脉注射

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

实验动物学模拟考试题1 广州中医药大学

实验动物学模拟考试题1 姓名院系专业分数 一、填空题（每题2分，共20分）： 1、《实验动物管理条例》是由于年颁布的。 2、动物实验遵循GLP规范并执行SOP的目的，是为了确保在不同地点，不同操作人员，使用相同品种品系动物进行相同实验，可以获得。 3、家兔属于性排卵的动物。 4、实验动物按照品系可以被分为、 和三类。 5、按微生物学控制原理，我国将实验动物分为、 、和四级。 6、制作骨质疏松动物模型通常使用的实验动物是。 7、豚鼠体内不能合成维生素，只能通过食物补充。 8、“恐伤肾”动物模型可以用吓猫而诱发。 9、将成年大鼠四肢固定于木板并垂直浸入温水浴中的造模方法，制作的是动物模型。 10、实验动物生长发育所需的基本营养成分有、、 、、和等六类。 二、选择题（每题2分，共20分）： 1、实验动物脱水达到体重的 %，将导致实验动物死亡。 A、20% B、30% C、40% 2、大鼠衰老早期的最小月龄是月龄。 A、21 B、22 C、23 3、裸小鼠属于动物。 A、封闭群 B、突变系 C、杂交群 4、要求清洁级大鼠不携带的病毒是。 A、肺炎病毒 B、细小病毒 C、汉坦病毒 5、小鼠的最大饲养密度是每平方米容纳只。 A、50 B、100 C、200 6、属于啮齿目动物。 A、豚鼠 B、犬 C、家兔 7、大鼠尾静脉有条。 A、1 B、2 C、3 8、“劳倦过度、房室不节”肾虚动物模型造模方法是。 A、游泳致过度疲劳加“房室不节” B、改良康氏震荡器上运动致过度疲劳加“房室不节” C、爬自制机械滚筒运动致过度疲劳加“房室不节” 9、伤湿法可以导致雄性Wistar大鼠出现脾虚证。 A、气 B、阴 C、阳

动物实验给药量

动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有

时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。

试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.

试验动物给药途径和方法

第三节实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 一、皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 二、皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 三、肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。 四、腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图2-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。 图2-5小鼠腹腔注射方法 五、静脉注射 （一）兔兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。

实验动物手术基本操作技术

实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒

实验一--不同给药途径对药物作用的影响

给药途径对药物作用的影响 一、实验目的 1.观察不同给药途径对药物作用的快慢和强弱的影响； 2.学习小白鼠不同途径的给药方法。 二、实验原理 采用不同的给药途径，会使药物发挥不同的作用，口服硫酸镁可导泻和利胆，注射则产生止痉、镇静和降低颅内压。 三、实验动物 小白鼠 四、实验药品及器材 1.器材：1ML注射器四副，灌胃针头一个，天枰一台，250ML烧杯4个。 2.药物：10%硫酸镁。 五、实验方法 1.取体重相近的小白鼠2只，甲鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.6ML。 2.乙鼠口服（灌胃）10%硫酸镁溶液0.6ML。 3.观察并比较两只鼠的不同现象。 六、实验结果 七、结果分析 硫酸镁可因给药途径不同而产生不同的药理作用，硫酸镁腹腔注射给药时，会抑制中枢及外周神经系统，使骨骼肌、心肌、血管平滑肌松弛，从而发挥肌松作用和降压作用；而硫酸镁灌胃时，肠道很少吸收增加肠容积而促进肠道推进性蠕动，产生泻下作用，故甲鼠出现肌张力明显减弱，处于安静状态，乙鼠则出现轻微腹泻的现象。 八、实验结论

给药途径不同所产生药物作用的快慢和强弱不同，硫酸镁腹腔注射使肌松弛，灌胃则出现轻微腹泻。 九、思考题 1.给药途径不同，一般情况下对药物的作用产生什么影响？在哪些情况下可使药物的作用产生质的差异？ 不同给药途径的药物吸收速度不同，一般规律是静脉注射＞（快于）吸入＞肌肉注射＞皮下注射＞口服＞直肠＞贴皮。如静脉注射，药物直接入血可立即生效，用于急救、昏迷病人；剂量易控制；刺激性药物可稀释后静注；大量注射时可静滴。缺点为较易产生不良反应；要求技术熟练。不同给药途径因吸收、分布方面产生的差异，影响药物的作用强度，甚至产生质的差异，如硫酸镁口服导泻，而肌注可产生中枢神经系统的抑制作用，用于抗惊厥。为此，临床应按照病情、治疗需求和药物特性，选用合适的给药途径。 口服有首过消除效应，注射没有，所以生物利用率有区别，会有量的差异。 而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，会有质的差异。 2.给药途径不同时，药物的作用为什么有的会出现质的差异，有的会出现量的不同。 有的药物口服有首关消除效应，注射则没有所以生物利用率有所区别，因此出现量的不同；而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，故会有质的差异。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

K2MG-E《专业技术人员绩效管理与业务能力提升》练习与答案 一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。 1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，

右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。 (三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。