高谷物日粮对山羊小肠发酵_肠道结构和微生物菌群数量的影响研究_薛春旭
ＤＯＩ：１０．１１６８６／ｃｙ
ｘｂ２０１５３８１ｈｔｔｐ：／／ｃｙ
ｘｂ．ｌｚｕ．ｅｄｕ．ｃｎ薛春旭，叶慧敏，冯泮飞，刘军花，毛胜勇．高谷物日粮对山羊小肠发酵、肠道结构和微生物菌群数量的影响研究．草业学报，２０１６，２５（５）：１７５－１８３．ＸＵＥ Ｃｈｕｎ－Ｘｕ，ＹＥ Ｈｕｉ－Ｍｉｎ，ＦＥＮＧ Ｐａｎ－Ｆｅｉ，ＬＩＵ Ｊｕｎ－Ｈｕａ，ＭＡＯ Ｓｈｅｎｇ－Ｙｏｎｇ．Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔｓ ｏｎ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ，ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｌｏｒａ ｉｎ ｇ
ｏａｔｓ．Ａｃｔａ Ｐｒａｔａｃｕｌｔｕｒａｅ Ｓｉｎｉｃａ，２０１６，２５（５）：１７５－１８３．高谷物日粮对山羊小肠发酵、肠道结构和
微生物菌群数量的影响研究
薛春旭，叶慧敏，冯泮飞，刘军花，毛胜勇＊
（南京农业大学动物科技学院，江苏南京２１００９５
）摘要：
本试验旨在研究高谷物日粮对山羊小肠微生物发酵、上皮组织形态及微生物菌群数量的影响。采用随机区组实验设计，将１２头山羊随机分为两组，即全干草组（只饲喂粗饲料）和高谷物组（７５％精料和２５％粗饲料混合饲喂），每组６头，试验期为６周，试验结束后屠宰取小肠内容物及组织样品用于相关分析。结果表明，１）与干草组相比，饲喂高谷物日粮显著提高了空肠内容物中总挥发性脂肪酸（Ｐ＝０．０１５）、丙酸（Ｐ＝０．００８）、丁酸（Ｐ＝０．００４）、异丁酸浓度（Ｐ＝０．０３５），降低了乳酸浓度（Ｐ＝０．００８），但对ｐＨ值、乙酸、戊酸、异戊酸浓度及ＬＰＳ含量无显著性影响（Ｐ＞０．０５）。与干草组相比，饲喂高谷物日粮显著提高了回肠内容物的总挥发性脂肪酸（Ｐ＝０．００７）、丙酸（Ｐ＝０．
０１３）、丁酸（Ｐ＝０．００８）、戊酸（Ｐ＜０．００１）、乳酸浓度（Ｐ＝０．００８）以及脂多糖含量（Ｐ＜０．００１），降低了ｐＨ值（Ｐ＝０．
００５），但对乙酸、异丁酸和异戊酸浓度无显著影响（Ｐ＞０．０５）；２）与干草组相比，高谷物日粮组山羊的十二指肠、空肠和回肠的绒毛高度和隐窝深度均显著升高（Ｐ＜０．００１）；空肠绒毛高度与隐窝深度的比值显著降低（Ｐ＝０．
０２４）；电镜结果表明，高谷物组空肠和回肠紧密连接受到破坏；３）与干草组相比，高谷物日粮组山羊回肠黏膜中碱性磷酸酶活性显著提高（Ｐ＜０．０５），但对空肠黏膜中碱性磷酸酶活性无显著影响（Ｐ＞０．０５）；４）Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ定量分析表明，与干草对照组相比，高谷物日粮山羊回肠拟杆菌门１６ＳｒＲＮＡ基因拷贝数显著降低（Ｐ＝０．０３７），厚壁菌门与拟杆菌门细菌数量比值显著升高（Ｐ＜０．００１），但对厚壁菌门细菌基因拷贝数无显著影响（Ｐ＞０．０５）；空肠中拟杆菌门基因拷贝数、厚壁菌门基因拷贝数以及厚壁菌门与拟杆菌门细菌数量比值无显著变化（Ｐ＞０．０５）。结果说明，
饲喂高谷物日粮对回肠上皮组织形态及回肠微生物发酵具有显著影响，对其健康可能有不利影响。关键词：高谷物日粮；小肠；紧密连接；碱性磷酸酶；微生物
＊
Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔｓ ｏｎ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ，ｍｏｒｐｈｏｌｏｇ
ｉｃａｌｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｌｏｒａ ｉｎ ｇ
ｏａｔｓＸＵＥ Ｃｈｕｎ－Ｘｕ，ＹＥ Ｈｕｉ－Ｍｉｎ，ＦＥＮＧ Ｐａｎ－Ｆｅｉ，ＬＩＵ Ｊｕｎ－Ｈｕａ，ＭＡＯ Ｓｈｅｎｇ－Ｙｏｎｇ
＊
Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，Ｎａｎｊｉｎｇ Ａｇ
ｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｎａｎｊｉｎｇ２１００９５，ＣｈｉｎａＡｂｓｔｒａｃｔ：Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ（ＨＧ）ｄｉｅｔｓ ｏｎ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ，ｅｐｉｔｈｅｌｉａｌ ｔｉｓ－ｓｕｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ，ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ａｎｄ ｔｈｅ ｑｕａｎｔｉｔｙ ｏｆ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｌｏｒａ ｉｎ ｔｈｅ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎｅ ｏｆ ｇｏａｔｓ．Ｔｗｅｌｖｅ ｇｏａｔｓ ｗｅｒｅ ｒａｎｄｏｍｌｙ ａｌｌｏｃａｔｅｄ ｔｏ ｔｗｏ ｇｒｏｕｐｓ（６ｉｎ ｅａｃｈ ｇｒｏｕｐ）ａｎｄ ｗｅｒｅ ｆｅｄ ａ ｈａｙ（０％ｇｒａｉｎ）ｏｒ ＨＧｄｉｅｔ（７５％ｇｒａｉｎ）ｆｏｒ ６ｗｅｅｋｓ．Ａｆｔｅｒ ６ｗｅｅｋｓ ｏｆ ｆｅｅｄｉｎｇ，ｔｈｅ ｇｏａｔｓ ｗｅｒｅ ｓｌａｕｇｈｔｅｒｅｄ ｔｏ ｃｏｌｌｅｃｔ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌｄｉｇｅｓｔａ ａｎｄ ｔｉｓｓｕｅ ｆｏｒ ａｎａｌｙｓｉｓ．Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ：１）Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｈａｙ ｇｒｏｕｐ，ＨＧ ｆｅｅｄｉｎｇ ｓｉｇｎｉｆｉ－ｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｖｏｌａｔｉｌｅ ｆａｔｔｙ
ａｃｉｄ（Ｐ＝０．０１５），ｐｒｏｐｉｏｎａｔｅ（Ｐ＝０．００８），ｂｕｔｙｒａｔｅ第２５卷 第５期Ｖｏｌ．２５，Ｎｏ．５
草 业 学 报
ＡＣＴＡ ＰＲＡＴＡＣＵＬＴＵＲＡＥ ＳＩＮＩＣＡ
１７５－１８３
２０１６年５月
＊收稿日期：２０１５－０８－３１；改回日期：２０１５－１１－
０３基金项目：国家自然科学基金项目（３１３７２３３９
）资助。作者简介：薛春旭（１９９１－）
，女，天津人，在读硕士。Ｅ－ｍａｉｌ：ｘｕｅｃｈｕｎｘｕ２０１４＠１６３．ｃｏｍ＊通信作者Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ
ａｕｔｈｏｒ．Ｅ－ｍａｉｌ：ｍａｏｓｈｅｎｇｙｏｎｇ＠１６３．ｃｏｍ
（Ｐ＝０．００４）ａｎｄ ｉｓｏｂｕｔｙｒａｔｅ（Ｐ＝０．０３５），ｗｈｉｌｅ ｉｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｌａｃｔｉｃ ａｃｉｄ（Ｐ＝０．００８）．Ｈｏｗｅｖｅｒ，ＨＧ ｄｉｅｔ ｆｅｅｄｉｎｇ ｄｉｄ ｎｏｔ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｐＨ ｏｒ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａｃｅｔａｔｅ，ｖａｌｅｒａｔｅ，ｉｓｏｖａｌｅｒａｔｅａｎｄ ＬＰＳ ｉｎ ｊｅｊｕｎａ ｄｉｇｅｓｔａ（Ｐ＞０．０５）；Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｈａｙ ｇｒｏｕｐ，ＨＧ ｄｉｅｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆｔｏｔａｌ ｖｏｌａｔｉｌｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ（Ｐ＝０．００７），ｐｒｏｐｉｏｎａｔｅ（Ｐ＝０．０１３），ｂｕｔｙｒａｔｅ（Ｐ＝０．００８），ｖａｌｅｒａｔｅ（Ｐ＜０．００１），ｌａｃ－ｔｉｃ ａｃｉｄ（Ｐ＝０．００８）ａｎｄ ｌｉｐｏｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅ ｌｅｖｅｌｓ（Ｐ＜０．００１），ｗｈｉｌｅ ｉｔ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｐＨ ｖａｌｕｅ（Ｐ＝０．００５）ｉｎｉｌｅａｌ ｄｉｇｅｓｔａ．Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｎｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａｃｅｔａｔｅ，ｉｓｏｂｕｔｙｒａｔｅ，ｉｓｏｖａｌｅｒａｔｅ ｂｅ－ｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｈａｙ ａｎｄ ＨＧ ｇｒｏｕｐｓ（Ｐ＞０．０５）．２）Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ，ＨＧ ｆｅｅｄｉｎｇ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄｖｉｌｌｉ ｈｅｉｇｈｔ ａｎｄ ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ ｉｎ ｔｈｅ ｄｕｏｄｅｎｕｍ，ｊｅｊｕｎｕｍ ａｎｄ ｉｌｅｕｍ ｔｉｓｓｕｅ（Ｐ＜０．００１）．Ｔｈｅ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｖｉｌｌｕｓ ｈｅｉｇｈｔｔｏ ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ（Ｖ／Ｃ）ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｐ＝０．０２４）．Ｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｍｉｃｒｏｇｒａｐｈｓ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ ａｎｄｉｌｅｕｍ ｔｉｓｓｕｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ＨＧ ｄｉｅｔ ｄｉｓｐｌａｙｅｄ ａ ｄｅｔｅｒｉｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｔｉｇｈｔ ｊｕｎｃｔｉｏｎ．３）Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ，ＨＧ ｄｉｅｔｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｉｌｅａｌ ｍｕｃｏｓａ（Ｐ＜０．０５），ｂｕｔ ｈａｄ ｎｏ ｉｎｆｌｕ－ｅｎｃｅ ｏｎ ｔｈｅ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ ｍｕｃｏｓａ（Ｐ＞０．０５）．４）Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ ａｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔｉｎ ｉｌｅｕｍ ｄｉｇｅｓｔａ ｔｈｅ １６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｃｏｐｉｅｓ ｏｆ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ＨＧ ｇｒｏｕｐ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｆｏｒｔｈｅ ｈａｙ ｇｒｏｕｐ（Ｐ＝０．０３７）．Ｔｈｅ ＨＧ ｇｒｏｕｐ ｓｈｏｗｅｄ ａｎ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｒａｔｉｏ ｏｆ Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓｔｏ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ（Ｐ＜０．００１），ｗｈｉｌｅ ｔｈｅｒｅ ｗａｓ ｎｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ １６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｃｏｐｉｅｓ ｏｆ Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ（Ｐ＞０．０５）．Ｎｏｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ（Ｐ＞０．０５）ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｈａｙ ａｎｄ ＨＧ ｇｒｏｕｐｓ’ｊｅｊｕｎｕｍ ｄｉｇｅｓｔａ ｗｅｒｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ １６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｃｏｐｉｅｓ ｏｆ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ ａｎｄ Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ，ｏｒ ｉｎ ｔｈｅ ｒａｔｉｏ ｏｆ Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ ｔｏ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ．Ｉｎ ｓｕｍｍａｒｙ，ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ ｆｅｅｄｉｎｇ ｇｏａｔｓ ｈｉｇｈ ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎｓ ｏｆ ｇｒａｉｎ ｃａｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｔｈｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｏｆ ｉｌｅａｌ ｅｐｉｔｈｅｌｉｕｍ ａｎｄ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｉｌｅａｌ ｄｉｇｅｓｔａ，ａｎｄ ｍａｙ ｈａｖｅ ａ ｎｅｇａｔｉｖｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｎｔｈｅ ｈｅａｌｔｈ ｏｆ ｇ
ｏａｔｓ．Ｋｅｙ
ｗｏｒｄｓ：ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ；ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎｅ；ｔｉｇｈｔ ｊｕｎｃｔｉｏｎ；ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ；ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｆｌｏｒａ在现代规模化、集约化牛羊养殖过程中，生产者为追求最大程度经济效益，常在动物饲料中使用高比例谷物原料，但大量使用高谷物日粮在提高动物生产性能的同时，也引发了一些营养代谢疾病如瘤胃酸中毒。近年来，研究者已对瘤胃酸中毒的致病机制和潜在危害做了大量研究。相关报道显示，瘤胃酸中毒可改变瘤胃微生物菌
群结构与组成［１］
，致瘤胃ｐＨ值下降、挥发性脂肪酸（ｖｏｌａｔｉｌｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ，ＶＦＡ）累积，瘤胃内脂多糖（ｌｉｐｏｐｏｌｙｓａｃ－ｃｈａｒｉｄｅ，ＬＰＳ）和生物胺的浓度显著增加［２－
３］，致瘤胃上皮屏障损伤；同时大量可发酵碳水化合物进入后肠，还可引发后肠酸中毒［
４］
。因此，这些结果暗示，长期饲喂高谷物日粮可使反刍动物瘤胃与后肠健康受损。小肠是动物消化道重要的生理器官，其功能包括两方面：一是接收来自胃初步消化的营养物质，起到容器作用；二是将初步消化的营养物质进一步消化分解成小分子物质，通过肠黏膜上皮细胞吸收进入血液和淋巴。因此，维持小肠的正常结构与功能对于动物健康至关重要。我们前期研究发现，饲喂高谷物日粮除影响山羊瘤胃功能外，瘤胃中未经消化的过量精料进入小肠后，也可能对小肠的生理结构与小肠微生物发酵造成不利影响。然而，当前该领域的研究工作主要集中于饲喂高谷物日粮对山羊前胃与后肠发酵及其上皮健康的影响，有关高谷物日粮对山羊小肠消化生理的影响尚不清楚。因此，本研究以山羊为研究对象，探究了高谷物日粮对山羊小肠上皮形态学变化、碱性磷酸酶活性及微生物菌群的影响，拟进一步丰富人们对高谷物日粮影响动物健康的理论认识。１ 材料与方法
实验于２０１４年１２月到２０１５年３月在南京农业大学动物实验基地进行。１．１ 试验设计
试验选用１２头体重相近、安装有永久性瘤胃瘘管的健康南京本地山羊［（２８．４±３．０）ｋｇ］，单栏饲养，自由饮水。采用随机区组试验设计，将１２只山羊分为两组，即饲喂全干草组（１００％粗饲料）以及高谷物组（７５％高精料＋２５％的粗饲料），每组６头，试验期为６周。饲粮供给量按体重的３．５％计算，预设为１．０５ｋｇ
，精料和粗饲料６７１ＡＣＴＡ ＰＲＡＴＡＣＵＬＴＵＲＡＥ ＳＩＮＩＣＡ（２０１６）Ｖｏｌ．２５，Ｎｏ．５
分开饲喂，每天饲喂两次（分别为８：００和１７：００），每次等量饲喂。干草与高谷物组的饲料原料组成以及营养水平见表１。
表１ 日粮组成与营养水平（ＤＭ基础）
Ｔａｂｌｅ １ Ｉｎｇｒｅｄｉｅｎｔｓ ａｎｄ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｘｐ
ｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｄｉｅｔｓ（ＤＭ ｂａｓｉｓ）
净能根据各原料能量计算所得，其余为实测值。Ｎｅｔ ｅｎｅｒｇｙ ｉｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｖａｌｕｅ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ
ｔｏ ｉｎｇｒｅｄｉｅｎｔｓ ｅｎｅｒｇｙ，ｗｈｉｌｅ ｏｔｈｅｒｓ ａｒｅ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｖａｌｕｅｓ．１．２ 样品采集
在实验期第４２天，晨饲前屠宰取十二指肠、空肠和回肠黏膜样，用冰磷酸缓冲液清洗干净后，分成３部分，其中一部分立即冻存于液氮中，用于碱性磷酸酶活性测定；另一部分用２．５％戊二醛固定，用于扫描和透射电镜观察；其他部分用４％多聚甲醛固定，用于石蜡切片。屠宰后立即取空肠和回肠内容物，各部分分别混合均匀后，分别测定内容物ｐＨ值，另取部分按１∶１的重量比与去离子水混合，５
０００ｒ／ｍｉｎ下离心１５ｍｉｎ后，取上清液冻存于－２０℃冰箱中用于挥发性脂肪酸、乳酸和ＬＰＳ浓度的测定，Ｌ
ＰＳ在分析之前使用Ｌｉ等［５］的方法处理，取１０ｇ样品转移到无热源的管中，其中包含１０ｍＬ的生理盐水，并且混合均匀，４℃、１３０００ｒ／ｍｉｎ下离心４０ｍｉｎ后，收集大约２ｍＬ样品，过滤到无热源的玻璃管中，然后１００℃加热３０ｍｉｎ。室温冷却１０ｍｉｎ，存放在－２０℃下待测；同时取部分内容物冻存于－２０℃冰箱中用于细菌ＤＮＡ提取。１．３ 指标测定及方法
１．３．１ 空肠、
回肠发酵参数的测定 采用比色法测定空肠、回肠内容物中乳酸浓度［６］
，采用气相色谱法（日本，ＧＣ－１４Ｂ气相色谱仪，色谱柱型号为Ａｇ
ｉｌｅｎｔ Ｊ＆Ｗ ＧＣ Ｃｏｌｕｍｎｓ：３０ｍ×０．３２ｍｍ×０．２５μｍ，柱温１１０℃，气化室温度１８０℃，检测室温度１８０℃）测定挥发性脂肪酸浓度［７］
。ｐＨ值用ｐＨ计（ＨＩ
９０２４Ｃ，ＨＡＮＮＡ）测定。采用显色基质特异性鲎试剂盒测定游离ＬＰＳ浓度（厦门鲎试剂厂有限公司），基本原理是内毒素可激活鲎试剂中的Ｃ因子，进而激活凝固酶原，凝固酶可水解人工合成显色基质鲎三肽释放出呈黄色的对硝基苯胺（ｐａｒａ ｎｉｔｒｏ ａｎｉｌｉｎｅ，ＰＮＡ）
，再将ＰＮＡ重氮化形成偶氮兰复合物（呈玫瑰红），该复合物可于５４５ｎｍ波长处测定吸光度。试剂盒包括：鲎试剂（１．７ｍＬ／支）、显色基质（１．７ｍＬ／支）、细菌内毒素工作品（９ＥＵ／支）、偶氮化试剂１（１０ｍＬ／支）、偶氮化试剂２（１０ｍＬ／支）、偶氮化试剂３（１０ｍＬ／支）、细菌内毒素检查用水（５０ｍＬ／瓶）、反应终止液（盐酸ＨＣｌ，５０ｍＬ
／瓶）。１．３．２ 空肠和回肠黏膜碱性磷酸酶活性的测定 山羊空肠和回肠黏膜的碱性磷酸酶活性的测定采用试剂盒。试剂盒购于南京建成生物工程研究所。
１．３．３ 组织切片的处理 用４％多聚甲醛固定，
洗涤、酒精梯度脱水、浸蜡、包埋、切片、帖片、脱蜡复水、苏木７
７１第２５卷第５期草业学报２０１６年
精－伊红染色、封固，在光学显微镜下观察十二指肠、空肠和回肠上皮组织形态的变化。
１．３．４ 电镜样品的处理 用冰磷酸缓冲液反复清洗各肠组织样品，２．５％的戊二醛固定后，磷酸缓冲液清洗；采用乙醇脱水后，冷冻干燥仪干燥样品，用离子溅射仪镀膜，扫描电子显微镜进行观察（Ｓ－３０００Ｎ，日本，ＨＩＴＡ－ＣＨＩ）。透射电镜实验中的样品前处理与扫描电镜预处理一致，缀以１％的锇酸固定，乙醇梯度脱水，用丙酮置换后，浸渍、包埋、聚合，修块使样品表面积小于０．２ｍｍ×０．２ｍｍ，超薄切片，经铀染色与铅染色清洗后，透射电子显微镜（Ｈ－７６５０，日本，Ｈ
ＩＴＡＣＨＩ）进行观察。１．３．５ 总细菌ＤＮＡ提取和１６ＳｒＲＮＡ基因片段扩增 称取约０．１ｇ解冻后的肠道内容物样至灭菌后的Ｅｐ－ｐｅｎｄｏｒｆ管中，加入１．５ｍＬ的磷酸缓冲液（ｐ
ｈｏｓｐｈａｔｅ ｂｕｆｆｅｒ ｓｏｌｕｔｉｏｎ，ＰＢＳ）（ｐＨ＝７．０），涡旋混合，１３０００ｒ／ｍｉｎ离心５ｍｉｎ，弃上清，参照Ｋｈａｆｉｐ
ｏｕｒ等［１］
的方法，用珠磨法机械破碎样品，后用酚和氯仿／异戊醇提取其总ＤＮＡ。提取ＤＮＡ于－２０℃保存备用。
１．３．６ Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ定量分析 使用ＡＢＩ ７５００Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ仪（Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｒｍ）对肠道内容物样中拟杆菌门（Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ）和厚壁菌门（Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ）进行定量。分别以化脓拟杆菌（Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｓ ｐｙｏｇ
ｅｎｕｓ）和厚壁菌的１６ＳｒＲＮＡ基因作为模板，模板拷贝数分别为３．２９×１０９和７．４８×１０９
ｃｏｐｉｅｓ／μ
Ｌ。模板按照１０倍梯度向下稀释，在标准曲线上使用５个点，每个点３次重复检测，制作相应细菌定量的标准曲线。Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ反应体系为２０μＬ：１０．４μＬ ＳＹＢＲ Ｇｒｅｅｎ Ｓｕｐ
ｅｒｍｉｘ（ＴＯＹＯＢＯ），１０μｍｏｌ／Ｌ的上下游引物各０．４μＬ，２μＬ样品ＤＮＡ以及６．８μＬ无菌水。实验定量ＰＣＲ分析所用引物见表２，引物Ｂａｃｔ９３４Ｆ／Ｂａｃｔ１０６０Ｒ和Ｆｉｒｍ９３４Ｆ／Ｆｉｒｍ１０６０Ｒ［８
］
分别用于定量山羊肠道内容物样中拟杆菌门和厚壁菌门的１６ＳｒＲＮＡ基因拷贝数，ＰＣＲ反应程序为：９５℃１０ｍｉｎ，而后９５℃３０ｓ，６０℃下退火及延伸１ｍｉｎ，４０个循环。
表２ 本研究中所用引物序列Ｔａｂｌｅ ２ Ｌｉｓｔ ｏｆ ｐｒｉｍｅｒｓ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ
目标菌Ｔａｒｇｅｔ ｇｒｏｕｐｓ引物Ｐｒｉｍｅｒｓ序列５’－３’Ｓｅｑ
ｕｅｎｃｅ ５’－３’参考文献Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ
拟杆菌门Ｂａｃｔ ９３４ＦＧＧＡＲＣＡＴＧＴＧＧＴＴＴＡＡＴＴＣＧＡＴＧＡＴ［８］Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ Ｂａｃｔ １０６０ＲＡＧＣＴＧＡＣＧＡＣＡＡＣＣＡＴＧＣＡＧ
［８］厚壁菌门Ｆｉｒｍ ９３４ＦＧＧＡＧＹＡＴＧＴＧＧＴＴＴＡＡＴＴＣＧＡＡＧＣＡ［８］Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ
Ｆｉｒｍ
１０６０ＲＡＧＣＴＧＡＣＧＡＣＡＡＣＣＡＴＧＣＡＣ
［８
］１．４ 数据处理
试验数据采用ＳＰＰＳ（ＳＰＳＳ ｖｅｒｓｉｏｎ １８．０，Ｃｈｉｃａｇｏ，ＩＬ）统计软件中Ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ Ｔ－ｔｅｓｔ程序进行统计分析。试验结果均以平均值±标准误表示。显著性置于０．０５水平。２ 结果与分析
２．１ 山羊空肠和回肠发酵参数
由表３可见，与干草组相比，饲喂高谷物日粮显著提高了空肠总挥发性脂肪酸（Ｐ＝０．０１５）、丙酸（Ｐ＝０．００８）、丁酸（Ｐ＝０．００４）、异丁酸浓度（Ｐ＝０．０３５），降低了乳酸浓度（Ｐ＝０．００８），但对空肠内容物中ｐＨ、乙酸、戊酸、异戊酸浓度及ＬＰＳ含量无显著性影响（Ｐ＞０．０５）。与干草组相比，饲喂高谷物日粮显著提高了回肠总挥发性脂肪酸（Ｐ＝０．００７）、丙酸（Ｐ＝０．０１３）、丁酸（Ｐ＝０．００８）、戊酸（Ｐ＜０．００１）、乳酸浓度（Ｐ＝０．００８）以及ＬＰＳ含量（Ｐ＜０．００１），降低了回肠内容物的ｐＨ值（Ｐ＝０．００５），但对乙酸、异丁酸和异戊酸浓度无显著影响（Ｐ＞０．０５）。２．２ 山羊小肠上皮形态结构
由图１可见，光学显微镜下观测结果表明，与干草组相比（十二指肠：图１Ａ；空肠：图１Ｃ），高谷物日粮组十二指肠（图１Ｂ）和空肠（图１Ｄ）的细胞间空隙明显增大。与干草组（图１Ｅ和图１Ｇ）相比，高谷物日粮组的回肠（图１
Ｆ和图１Ｈ）绒毛松散，出现脱落现象，排列不齐。透射电镜结果表明，与干草组（空肠：图１Ｉ；回肠：图１Ｋ）相比，８７１ＡＣＴＡ ＰＲＡＴＡＣＵＬＴＵＲＡＥ ＳＩＮＩＣＡ（２０１６）Ｖｏｌ．２５，Ｎｏ．５
高谷物日粮组的空肠（图１Ｊ）紧密连接缝隙变大、回肠（图１Ｌ）
紧密连接结构模糊不清。表３ 高谷物日粮对山羊空肠和回肠发酵参数的影响
Ｔａｂｌｅ ３ Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ａ ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ｆｅｅｄｉｎｇ
ｏｎ ｔｈｅ ｊｅｊｕｎａｌ ａｎｄ ｉｌｅａｌ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｉｎ ｇｏａｔｓ项目Ｉｔｅｍ
空肠Ｊｅｊ
ｕｎｕｍ干草Ｈａｙ高谷物组Ｈｉｇｈ ｇ
ｒａｉｎ Ｐ值Ｐ－ｖａｌｕｅ回肠Ｉｌｅｕｍ
干草Ｈａｙ高谷物组Ｈｉｇｈ ｇ
ｒａｉｎ Ｐ值Ｐ－ｖａｌｕｅｐ
Ｈ ５．７７±０．１２ ５．７６±０．１７ ０．９７１ ７．８５±０．０５ ７．５２±０．０８ ０．００５总挥发性脂肪酸Ｔｏｔａｌ ｖｏｌａｔｉｌｅｆａｔｔｙ ａｃｉｄ（μｍｏｌ／ｇ）６．２５±１．１６
１１．９０±１．５４
０．０１５
２０．６９±２．９１
３２．５６±１．９５
０．００７
乙酸Ａｃｅｔａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）４．０２±０．７７ ６．１１±０．８５ ０．０９９ １７．１３±３．５３ ２４．９５±２．３６ ０．１０３丙酸Ｐｒｏｐｉｏｎａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）１．４０±０．２５ ２．９９±０．４１ ０．００８ １．９８±０．３８ ３．４３±０．２９ ０．０１３丁酸Ｂｕｔｙｒａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）０．２６±０．０７ ０．９８±０．１８ ０．００４ ０．５１±０．１２ １．１６±０．３８ ０．００８异丁酸Ｉｓｏｂｕｔｙｒａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）０．２６±０．０７ ０．６６±０．１５ ０．０３５ ０．６３±０．１７ ０．８２±０．０９ ０．３３１戊酸Ｖａｌｅｒａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）０．１０±０．０２ ０．８２±０．５２ ０．２５７ ０．１１±０．０２ １．８１±０．１４＜０．００１异戊酸Ｉｓｏｖａｌｅｒａｔｅ（μｍｏｌ／ｇ）０．２１±０．０８ ０．３５±０．１０ ０．３１４ ０．３３±０．０９ ０．３９±０．０９ ０．６８４乳酸Ｌａｃｔｉｃ ａｃｉｄ（μｍｏｌ／ｇ）１．５４±０．２５ ０．５０±０．０４ ０．００８ ０．３０±０．０４ １．２９±０．２１ ０．００８游离ＬＰＳ Ｆｒｅｅ ＬＰＳ（ＥＵ／ｇ
）２５３０５±６１４９
３３６１９±９９８２
０．５５０
７３０６±８０８
４８８７３±３５５７
＜０．
００
１图１ 饲喂高谷物日粮对山羊十二指肠、空肠与回肠上皮形态的影响
Ｆｉｇ．１ Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａ ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ｆｅｅｄｉｎｇ ｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｈｉｓｔｏｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ
ｏｆ ｄｕｏｄｅｎｕｍ，ｊｅｊｕｎｕｍ ａｎｄ ｉｌｅｕｍ ｅｐｉｔｈｅｌｉｕｍ Ａ：
十二指肠全干草组（光学显微镜，１００μｍ），Ｂ：十二指肠高谷物组（光学显微镜，１００μｍ），Ｃ：空肠全干草组（光学显微镜，２０μｍ），Ｄ：空肠高谷物组（光学显微镜，２０μｍ），Ｅ：回肠全干草组（光学显微镜，２０μｍ），Ｆ：回肠高谷物组（光学显微镜，２０μｍ），Ｇ：回肠全干草组（光学显微镜，×４），Ｈ：回肠高谷物组（光学显微镜，×４），Ｉ：空肠全干草组（透射电镜观察，２００ｎｍ），Ｊ：空肠高谷物组（透射电镜观察，２００ｎｍ），Ｋ：回肠全干草组（透射电镜观察，５００ｎｍ），Ｌ：回肠高谷物组（透射电镜观察，５００ｎｍ）。Ａ：Ｈａｙ ｏｆ ｄｕｏｄｅｎｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，１００μｍ），Ｂ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｄｕｏｄｅｎｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉ－ｃｒｏｓｃｏｐｅ，１００μｍ），Ｃ：Ｈａｙ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２０μｍ），Ｄ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２０μｍ），Ｅ：Ｈａｙ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｌｉｇｈｔｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２０μｍ），Ｆ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２０μｍ），Ｇ：Ｈａｙ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，×４），Ｈ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｌｉｇｈｔｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，×４），Ｉ：Ｈａｙ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２００ｎｍ），Ｊ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，２００ｎｍ），Ｋ：Ｈａｙ
ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，５００ｎｍ），Ｌ：Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ，５００ｎｍ）．２．３ 山羊小肠绒毛高度和隐窝深度
９
７１第２５卷第５期草业学报２０１６年
从表４可知，高谷物组山羊十二指肠、空肠和回肠绒毛高度和隐窝深度极显著高于干草对照组（Ｐ＜０．００１）。与干草对照组相比，高谷物组山羊空肠绒毛高度与隐窝深度的比值显著下降（Ｐ＝０．０２４）。而十二指肠、回肠的绒毛高度与隐窝深度的比值差异不显著（Ｐ＞０．０５
）。表４ 高谷物日粮对山羊小肠绒毛高度和隐窝深度的影响
Ｔａｂｌｅ ４ Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａ ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ｏｎ ｔｈｅ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｖｉｌｌｉ ｈｅｉｇｈｔ ａｎｄ ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ ｉｎ ｇ
ｏａｔｓ部位Ｐａｒｔ
项目Ｉｔｅｍｓ
干草Ｈａｙ高谷物组Ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ Ｐ－值Ｐ－ｖａｌｕｅ
十二指肠Ｄｕｏｄｅｎｕｍ
绒毛高度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ（μｍ）５１１．０２±６．３４ ６２６．９０±６．３３＜０．００１隐窝深度Ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ（μ
ｍ）１５４．９３±３．０３ １７６．３６±３．７９＜０．００１绒毛高度／隐窝深度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ／ｃｒｙｐｔ ｄｅｐ
ｔｈ ３．６９±０．１６ ３．９０±０．２２ ０．４５６空肠Ｊｅｊ
ｕｎｕｍ绒毛高度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ（μｍ）４５１．３０±７．０２ ６９７．７７±９．０５＜０．００１隐窝深度Ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ（μ
ｍ）１３６．１９±３．６４ ２４３．０２±５．２４＜０．００１绒毛高度／隐窝深度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ／ｃｒｙｐｔ ｄｅｐ
ｔｈ ４．１７±０．４４ ２．９３±０．０９ ０．０２４回肠Ｉｌｅｕｍ
绒毛高度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ（μｍ）２８０．７７±３．０１ ３５３．９８±５．７９＜０．００１隐窝深度Ｃｒｙｐｔ ｄｅｐｔｈ（μ
ｍ）１７０．７９±４．０１ ２０５．３１±４．９３＜０．００１绒毛高度／隐窝深度Ｖｉｌｌｕｓ ｌｅｎｇｔｈ／ｃｒｙｐｔ ｄｅｐ
ｔｈ １．７６±０．１３
１．８５±０．１５
０．６６２
２．４ 空肠和回肠内容物中厚壁菌门与拟杆菌门数量
由表５可见，与干草组相比，高谷物日粮组山羊回肠拟杆菌门１６ＳｒＲＮＡ基因的拷贝数显著降低（Ｐ＝０．０３７），同时厚壁菌门与拟杆菌门细菌数量比值显著升高（Ｐ＜０．００１），但两组间厚壁菌门细菌数量无显著差异（Ｐ＞０．０５）；与对照组相比，饲喂高谷物日粮对空肠中拟杆菌门、厚壁菌门１６ＳｒＲＮＡ基因的拷贝数及二者间的比例无显著影响（Ｐ＞０．０５
）。表５ 高谷物日粮对空肠、回肠内容物中拟杆菌门和厚壁菌门１６ＳｒＲＮＡ基因拷贝数的影响
Ｔａｂｌｅ ５ Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａ ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ｏｎ ｔｈｅ １６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｃｏｐｙ
ｎｕｍｂｅｒ ｏｆＦｉｒｍｉｃｕｔｅｓ ａｎｄ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ ｉｎ ｊｅｊｕｎｕｍ ａｎｄ ｉｌｅｕｍ ｄｉｇ
ｅｓｔａ菌群Ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｇｒｏｕｐｓ空肠１６Ｓ核糖体ＲＮＡ基因拷贝数１６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｏｆ ｊｅｊｕｎｕｍ（Ｌｏｇ１０ｃｏｐｉｅｓ／ｇ）干草Ｈａｙ高谷物组Ｈｉｇｈ ｇ
ｒａｉｎ Ｐ－值Ｐ－ｖａｌｕｅ回肠１６Ｓ核糖体ＲＮＡ基因拷贝数１６ＳｒＲＮＡ ｇｅｎｅ ｏｆ ｉｌｅｕｍ（Ｌｏｇ１０ｃｏｐｉｅｓ／ｇ）干草Ｈａｙ高谷物组Ｈｉｇｈ ｇ
ｒａｉｎ Ｐ－值Ｐ－ｖａｌｕｅ拟杆菌门Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓ ２．０３±０．３２ ２．５４±０．２１ ０．２２６ １３．２１±２．５６ ４．６４±１．００ ０．０３７厚壁菌门Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ ５．１４±１．２９ ６．７９±１．５１ ０．４１１ ６．７９±１．１５ ５．６１±０．９１ ０．４６７厚壁／拟杆Ｆｉｒｍ／ｂａｃｔ
３．００±１．９７
２．７５±０．０８
０．９１７
０．４７±０．０３
１．１８±０．０５
＜０．
００１２．５ 山羊空肠和回肠碱性磷酸酶活性
由表６可见，与干草对照组相比，饲喂高谷物日粮可以提高回肠黏膜中碱性磷酸酶活性（Ｐ＝０．０４６），但对山羊空肠中碱性磷酸酶活性无显著差异（Ｐ＞０．０５）。３ 讨论与结论
小肠作为消化道内营养物质吸收和转运的主要部位，其绒毛高度及隐窝深度是衡量肠道消化吸收功能
表６ 高谷物日粮对山羊空肠和回肠中碱性磷酸酶的影响Ｔａｂｌｅ ６ Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａ ｈｉｇｈ ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ｏｎ ｔｈｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｎ ｊｅｊ
ｕｎｕｍ ａｎｄ ｉｌｅｕｍ ｍｕｃｏｓａ项目Ｉ
ｔｅｍｓ碱性磷酸酶
Ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ（Ｕ／ｍｇ
）干草Ｈａｙ
高谷物组Ｈｉｇｈ ｇ
ｒａｉｎＰ－值Ｐ－ｖ
ａｌｕｅ空肠黏膜Ｊｅｊｕｎｕｍ ｍｕｃｏｓａ ２０．６９±１．１１ ２２．０２±０．７０ ０．３３７回肠黏膜Ｉｌｅｕｍ ｍｕｃｏｓａ
１４．７６±５．１２ ２８．５８±２．０６ ０．
０４６的重要指标［９－
１０］。研究显示，小肠绒毛高度下降说明其吸收功能可能下降；而隐窝深度变浅则显示细胞成熟率上
０８１ＡＣＴＡ ＰＲＡＴＡＣＵＬＴＵＲＡＥ ＳＩＮＩＣＡ（２０１６）Ｖｏｌ．２５，Ｎｏ．５
升，分泌功能增强［１１］
。本试验结果显示，饲喂高谷物日粮的山羊十二指肠、空肠和回肠绒毛高度和隐窝深度极显
著高于对照组（Ｐ＜０．００１），结果说明饲喂高谷物日粮可促进小肠黏膜生长，增强消化吸收功能，其原因可能与空肠（Ｐ＝０．００４）和回肠（Ｐ＝０．００８）中丁酸含量显著升高有关。相关研究表明，肠道丁酸浓度升高可下调消化道上皮中胰岛素结合蛋白３（ＩＧＦＢＰ－３）基因表达，由于ＩＧＦＢＰ－３是胰岛素样生长因子１（ＩＧＦ－
１）的重要结合蛋白，其表达水平下降可导致ＩＧＦ－１的释放量增加，而ＩＧＦ－１增加可促进肠上皮细胞的生长［１２］
。此外，也有研究表明，丁酸可通过减少消化道上皮细胞的凋亡来诱导上皮乳头状突起的生长［１３］
。因此，丁酸可能通过多条途径影响肠上皮
生长。
研究显示，饲喂高谷物日粮可提高奶牛与山羊后肠中总挥发性脂肪酸浓度［５］
，致ｐＨ值下降。本实验发现，
饲喂高谷物日粮的山羊空肠和回肠内容物中总挥发性脂肪酸浓度升高，结果与上述报道相似，说明饲喂高谷物日粮同时也影响了山羊小肠微生物发酵。本实验同时发现，高谷物组山羊的回肠乳酸浓度显著升高，说明高谷物日粮可能有利于回肠中乳酸菌生长。研究表明，饲喂大量谷物可提高奶牛瘤胃液中游离脂多糖的浓度，而低ｐＨ与
高浓度ＬＰＳ可能损伤瘤胃上皮结构［１４］
。本实验中饲喂高谷物日粮山羊的回肠内容中ＬＰＳ浓度显著升高，
结果与上述报道相似。说明饲喂高谷物日粮不仅可影响瘤胃与后肠发酵，同时影响小肠尤其是回肠微生物发酵。
对反刍动物而言，较瘤胃复层上皮相比，由单层上皮细胞组成的小肠上皮屏障完整性更易被破坏［
１５］
。在肠上皮屏障中，细胞间紧密连接在维护上皮屏障功能、上皮细胞极性及上皮屏障通透性中起到重要作用［
１６－
１７］。研究显示，饲喂高谷物日粮可破坏奶牛结肠黏膜屏障的完整性和通透性，导致肠上皮屏障损伤，在形态学上表现为肠
上皮紧密连接间隙变宽，上皮细胞核破裂和线粒体结构性损伤［１８］
，线粒体结构性损伤可进一步抑制ＡＴＰ的生成［１９－
２０］，进而影响与上皮通透性相关的紧密连接蛋白Ｃｌａｕｄｉｎ－
４和Ｏｃｃｌｕｄｉｎ的基因转录与翻译，最终导致这些蛋白的表达下降，上皮通透性发生改变，引发细胞肿胀坏死和大分子物质（微生物和微生物产物，如ＬＰＳ）
易位，造成肠道损伤［１４］
。本实验中，光学显微镜观测结果表明，与对照组相比，饲喂高谷物日粮的山羊回肠绒毛松散，出
现脱落现象，排列不齐。透射电镜结果表明，回肠紧密连接结构模糊不清。我们推测，出现上述结果的原因可能与高谷物日粮下山羊回肠中ｐＨ值显著降低所引发的系列生理效应有关。此外，本试验结果发现，饲喂高谷物日粮组的山羊的空肠空隙明显增大，紧密连接出现开口，空肠绒毛高度与隐窝深度的比值显著下降。前人研究表
明，肠绒毛高度与隐窝深度的比值可反应小肠黏膜的受损程度，比值下降暗示小肠黏膜受损［２１］
。因此，上述结果
说明，饲喂高谷物组山羊的空肠黏膜也受到损伤，但本实验结果未发现高谷物组与干草组山羊的空肠ｐＨ值及Ｌ
ＰＳ浓度有显著差异，因此，空肠上皮出现明显损伤的原因尚不清楚，需进一步研究。日粮是影响肠道微生物区系结构和功能的主要因素之一［２２－
２４］。研究表明，日粮原料特性及其物理性质改变
可导致奶牛瘤胃与后肠发酵模式变化，进而引发瘤胃与后肠微生物菌群结构发生改变。相关研究显示，当奶牛日粮从以粗饲料为主的日粮转变为高谷物日粮为主时，瘤胃中总挥发性脂肪酸浓度显著升高，同时瘤胃菌群中拟杆
菌门比例会显著下降，而厚壁菌门比例显著升高［
２５］
。本研究发现，饲喂高谷物日粮显著提高了空肠与回肠内容物中总挥发性脂肪酸含量，显著影响了回肠中拟杆菌门数量，但对山羊空肠中厚壁菌门与拟杆菌门细菌的数量无显著影响；我们推测，高谷物日粮对两段肠道内容物中微生物菌群数量影响不一致的原因可能与食糜流通速度不同有关。较空肠相比，回肠中食糜的流通速度较低；因此，回肠内容物中微生物可充分利用底物生长，因而数量较高；这也说明日粮可能更易影响微生物菌群结构与组成。本试验同时发现，饲喂高谷物日粮显著降低了拟杆菌门细菌数量，由于拟杆菌门细菌主要为革兰氏阴性菌，而革兰氏阴性菌对环境ｐＨ值尤其敏感，因此，其数量下降可能与回肠内容物ｐＨ值下降有关；
同时，革兰氏阴性菌细胞壁中含有大量的脂多糖，因此，该类微生物可能因不适应低ｐＨ而导致细菌大量死亡、
裂解，最终导致内容物中ＬＰＳ浓度显著升高［２６］
。碱性磷酸酶（ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ）是一种非特异性磷酸单脂酶，广泛存在于动物界和微生物界，可催化磷酸单脂水解反应和转磷酸作用。研究表明，碱性磷酸酶在肠道免疫中发挥作用，其主要存在于肠上皮表面，可作为
肠道黏膜防护因子［２
７］，是防止脂多糖进入机体的第一道防线。近年来研究发现，小牛肠碱性磷酸酶可作为一种新型药物制剂，治疗小鼠和仔猪因ＬＰＳ诱发的肠源性疾病［２８］
，其原理与碱性磷酸酶可通过对ＬＰＳ的脱磷酸反应，进而减弱革兰阴性菌毒性有关［２９－
３１］。本研究中，高谷物日粮显著提高了回肠黏膜中碱性磷酸酶活性（Ｐ＜
１
８１第２５卷第５期草业学报２０１６年
０．０５），但对山羊空肠黏膜的碱性磷酸酶活性无显著影响。其原因可能与饲喂高谷物日粮组山羊空肠内容物中Ｌ
ＰＳ浓度显著升高有关。实际上，在ＬＰＳ浓度升高情况下，动物机体可能会对ＬＰＳ产生一种生理性应答，以阻止ＬＰＳ对上皮组织的损伤。该结果同时表明，碱性磷酸酶可能在调控ＬＰＳ的生理毒性和维护动物肠上皮屏障功能中起着重要作用。
综上所述，饲喂高谷物日粮可提高山羊空肠与回肠中总挥发性脂肪酸浓度，致回肠内容物ｐＨ下降、乳酸及Ｌ
ＰＳ浓度升高；同时回肠上皮紧密连接受损，回肠拟杆菌门数量与碱性磷酸酶活性受到影响。结果暗示，饲喂高谷物日粮改变了小肠微生物发酵，导致小肠上皮健康受损。Ｒ
ｅｆｅｒｅｎｃｅｓ：［１］ Ｋｈａｆｉｐｏｕｒ Ｅ，Ｌｉ Ｓ，Ｐｌａｉｚｉｅｒ Ｊ Ｃ，ｅｔ ａｌ．Ｒｕｍｅｎ ｍｉｃｒｏｂｉｏｍｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｕｓｉｎｇ
ｔｗｏ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎａｌ ｍｏｄｅｌｓ ｏｆ ｓｕｂａｃｕｔｅ ｒｕ－ｍｉｎａｌ ａｃｉｄｏｓｉｓ．Ａｐｐｌｉｅｄ ａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２００９，２２：７１１５－７１２４．［２］ Ｋｈａｆｉｐｏｕｒ Ｅ，Ｋｒａｕｓｅ Ｄ Ｏ，Ｐｌａｉｚｉｅｒ Ｊ Ｃ．Ａ ｇ
ｒａｉｎ－ｂａｓｅｄ ｓｕｂａｃｕｔｅ ｒｕｍｉｎａｌ ａｃｉｄｏｓｉｓ ｃｈａｌｌｅｎｇｅ ｃａｕｓｅｓ ｔｒａｎｓｌｏｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｉｐｏｐｏｌｙｓａｃ－ｃｈａｒｉｄｅ ａｎｄ ｔｒｉｇｇｅｒｓ ｉｎｆｌａｍｍａｔｉｏｎ．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｄａｉｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２００９，９２：１０６０－１０７０．［３］ Ｗａｎｇ Ｄ Ｓ，Ｚｈａｎｇ
Ｒ Ｙ，Ｚｈｕ Ｗ Ｙ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｓｕｂａｃｕｔｅ ｒｕｍｉｎａｌ ａｃｉｄｏｓｉｓ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｏｎ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｂｉｏｇｅｎｉｃ ａｍｉｎｅｓｉｎ ｔｈｅ ｒｕｍｅｎ ｏｆ ｄａｉｒｙ ｃｏｗｓ．Ｌｉｖｅｓｔｏｃｋ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１３，１５５：２６２－２７２．［４］ Ｇｒｅｓｓｌｅｙ
Ｔ Ｆ，Ｈａｌｌ Ｍ Ｂ，Ａｒｍｅｎｔａｎｏ Ｌ Ｅ．Ｒｕｍｉｎａｎｔ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ ｓｙｍｐｏｓｉｕｍ：ｐｒｏｄｕｃｔｉｖｉｔｙ，ｄｉｇｅｓｔｉｏｎ，ａｎｄ ｈｅａｌｔｈ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｔｏｈｉｎｄｇｕｔ ａｃｉｄｏｓｉｓ ｉｎ ｒｕｍｉｎａｎｔｓ．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１１，８９（４）：１１２０－１１３０．［５］ Ｌｉ Ｓ，Ｋｈａｆｉｐｏｕｒ Ｅ，Ｋｒａｕｓｅ Ｄ Ｏ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｓｕｂａｃｕｔｅ ｒｕｍｉｎａｌ ａｃｉｄｏｓｉｓ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｏｎ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｄｏｔｏｘｉｎｓ ｉｎ ｔｈｅｒｕｍｅｎ ａｎｄ ｈｉｎｄｇｕｔ ｏｆ ｄａｉｒｙ ｃｏｗｓ．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｄａｉｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１２，９５（１）：２９４－３０３．［６］ Ｚｈａｎｇ
Ｌ Ｘ，Ｚｈａｎｇ Ｔ Ｆ，Ｌｉ Ｌ Ｙ．Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ Ｔｅｓｔ Ｍｅｔｈｏｄ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ（ｓｅｃｏｎｄ ｅｄｉｔｉｏｎ）［Ｍ］．Ｂｅｉｊｉｎｇ：Ｈｉｇｈｅｒ ＥｄｕｃａｔｉｏｎＰｒｅｓｓ，１９９７．［７］ Ｑｉｎ Ｗ Ｌ．Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｖｏｌａｔｉｌｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｂｙ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｇａｓ ｃｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎａｎｊｉｎｇ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，１９８２，５：１１０－１１６．［８］ Ｇｕｏ Ｘ，Ｘｉａ Ｘ，Ｔａｎｇ
Ｒ，ｅｔ ａｌ．Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａ ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ Ｆｉｒｍｉｃｕｔｅｓ ａｎｄ Ｂａｃｔｅｒｏｉｄｅｔｅｓｉｎ ｆａｅｃｅｓ ａｎｄ ｉｔｓ ａｐｐｌｉ－ｃａｔｉｏｎ ｔｏ ｑｕａｎｔｉｆｙ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｂｅｓｅ ａｎｄ ｌｅａｎ ｐｉｇｓ．Ｌｅｔｔｅｒｓ ｉｎ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２００８，４７：３６７－３７３．［９］ Ｌｉ Ｄ Ｆ．Ｓｗｉｎｅ Ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ（ｓｅｃｏｎｄ ｅｄｉｔｉｏｎ）［Ｍ］．Ｂｅｉｊｉｎｇ：Ｃｈｉｎａ’ｓ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
Ｐｒｅｓｓ，２００３：７－１０．［１０］ Ｌｉ Ｋ Ｚ，Ｌｉ Ｎ，Ｌｉ Ｊ Ｓ，ｅｔ ａｌ．Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｈｏｒｔ－ｃｈａｉｎ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ（ＳＦＣＡ）ｏｎ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｋｉｎｅｔｉｃ ｅｎｅｒｇｙ ａｆｔｅｒ ｒａｔｓｍａｌｌ ｂｏｗｅｌ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ．Ｗｏｒｌｄ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｄｉｇｅｓｔｏｌｏｇｙ，２００２，１０（６）：７２０－７２２．［１１］ Ｅｉｄ Ｙ Ｚ，Ｏｈｔｓｕｋａ Ａ，Ｈａｙａｓｈｉ Ｋ．Ｔｅａ ｐｏｌｙｃｈｅｎｏｌｓ ｒｅｄｕｃｅ ｇｌｕｃｏｃｏｒｔｉｃｏｉｄ－ｉｎｄｕｃｅｄ ｇ
ｒｏｗｔｈ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｏｘｉｄａｔｉｖｅ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎｂｒｏｉｌｅｒ ｃｈｉｃｋｅｎｓ．Ｂｒｉｔｉｓｈ Ｐｏｕｌｔｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２００３，４４：１２７－１３２．［１２］ Ｖａｎ ｌａｎｄｅｑ
ｈｅｍ Ｌ，Ｓａｎｔｏｒｏ Ｍ Ａ，Ｍａｈ Ａ Ｔ，ｅｔ ａｌ．ＩＧＦ１ｓｔｉｍｕｌａｔｅｓ ｃｒｙｐｔ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｖｉａ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｏｆ ２ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌｓｔｅｍ ｃｅｌｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ．Ｔｈｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ ｔｈｅ Ｆｅｄｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｓｏｃｉｅｔｉｅｓ ｆｏｒ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ
，２０１５，２９（７）：２８２８－２
８４２．［１３］ Ｍｅｎｔｓｃｈｅｌ Ｊ，Ｌｅｉｓｅｒ Ｒ，Ｍｕｌｌｉｎｇ
Ｃ，ｅｔ ａｌ．Ｂｕｔｙｒｉｃ ａｃｉｄ ｓｔｉｍｕｌａｔｅｓ ｒｕｍｅｎ ｍｕｃｏｓａ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ ｔｈｅ ｃａｌｆ ｍａｉｎｌｙ ｂｙ ａ ｒｅｄｕｃｔｉｏｎｏｆ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ．Ａｒｃｈｉｖｅｓ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ，２００１，５５：８５－１０２．［１４］ Ｌｉｕ Ｊ Ｈ，Ｘｕ Ｔ Ｔ，Ｚｈｕ Ｗ Ｙ，ｅｔ ａｌ．Ａ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ ａｌｔｅｒｓ ｔｈｅ ｏｍａｓａｌ ｅｐｉｔｈｅｌｉａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｉｇｈｔ ｊ
ｕｎｃｔｉｏｎｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ ｇｏａｔ ｍｏｄｅｌ．Ｔｈｅ Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｙ Ｊｏｕｒｎａｌ，２０１４，２０１（１）：９５－１００．［１５］ Ｏｅｔｚｅｌ Ｇ Ｒ．Ｓｕｂａｃｕｔｅ ｒｕｍｉｎａｌ ａｃｉｄｏｓｉｓ ｉｎ ｄａｉｒｙ ｃａｔｔｌｅ．Ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ Ｄａｉｒｙ
Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，２００３，１５：３０７－３１７．［１６］ Ｇｒａｈａｍ Ｃ，Ｓｉｍｍｏｎｓ Ｎ Ｌ．Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｏｒｇａｎｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｂｏｖｉｎｅ ｒｕｍｅｎ ｅｐｉｔｈｅｌｉｕｍ．Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ Ｒｅｇｕｌａｔｏ－ｒｙ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ ａｎｄ Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００５，２８８（１）：１７３－１８１．［１７］ Ｐｅｎｎｅｒ Ｇ Ｂ，Ｓｔｅｅｌｅ Ｍ Ａ，Ａｓｃｈｅｎｂａｃｈ Ｊ Ｒ，ｅｔ ａｌ．Ｒｕｍｉｎａｎｔ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ ｓｙｍｐｏｓｉｕｍ：ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｕｍｉｎａｌ ｅｐ
ｉｔｈｅｌｉａ ｔｏｈｉｇｈｌｙ ｆｅｒｍｅｎｔａｂｌｅ ｄｉｅｔｓ．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１１，８９（４）：１１０８－１１１９．［１８］ Ｔａｏ Ｓ Ｙ，Ｄｕａｎｍｕ Ｙ Ｑ，Ｄｏｎｇ
Ｈ Ｂ，ｅｔ ａｌ．Ａ ｈｉｇｈ－ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｅ ｄｉｅｔ ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｏｌｏｎｉｃ ｅｐｉｔｈｅｌｉａｌ ｂａｒｒｉｅｒ ｄｉｓｒｕｐｔｉｏｎ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄｗｉｔｈ ｔｈｅ ａｃｔｉｖａｔｉｎｇ ｏｆ ｃｅｌｌ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ ｉｎ ｌａｃｔａｔｉｎｇ ｇｏａｔｓ．ＢＭＣ Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｙ Ｒｅｓｅａｒｃｈ，２０１４，１０：２３５．［１９］ Ｇａｅｂｅｌ Ｇ，Ｂｅｌｌ Ｍ，Ｍａｒｔｅｎｓ Ｈ．Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｌｏｗ ｍｕｃｏｓａｌ ｐ
Ｈ ｏｎ ｓｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｃｈｌｏｒｉｄｅ ｍｏｖｅｍｅｎｔ ａｃｒｏｓｓ ｔｈｅ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｒｕｍｅｎｍｕｃｏｓａ ｏｆ ｓｈｅｅｐ．Ｑｕａｒｔｅｒｌｙ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｃｏｇｎａｔｅ Ｍｅｄｉｃａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，１９８９，７４：３５－４４．［２０］ Ｔｅｉｘｅｉｒａ Ｂ Ｍ，Ｋｏｗａｌｔｏｗｓｋｉ Ａ Ｊ，Ｃａｓｔｉｌｈｏ Ｒ Ｆ，ｅｔ ａｌ．Ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ ｏｆ ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌ ｐｅｒｍｅａｂｉｌｉｔｙ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｂｙ
ｌｏｗ ｐＨ ｉｓ ａｓｓｏｃｉ－ａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｌｅｓｓ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｔｈｉｏｌ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ．Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ Ｒｅｐｏｒｔｓ，１９９９，１９：５２５－５３３．［２１］ Ｘｉｅ Ｄ，Ｃｈｅｎ Ｙ Ｘ，Ｗａｎｇ
Ｚ Ｘ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｏｎｏｃｈｒｏｍａｔｉｃ ｌｉｇｈｔ ｏｎ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｍｕｃｏｓａ ｉｎ ｂｒｏｉｌｅｒｓ．Ｓｃｉｅｎ－ｔｉａ Ａｇ
ｒｉｃｕｌｔｕｒａ Ｓｉｎｉｃａ，２００９，４２（３）：１０８４－１０９０．２８１ＡＣＴＡ ＰＲＡＴＡＣＵＬＴＵＲＡＥ ＳＩＮＩＣＡ（２０１６）Ｖｏｌ．２５，Ｎｏ．５
［２２］ Ｋｏｃｈｅｒｇｉｎｓｋａｙａ Ｓ Ａ，Ａｍｉｎｏｖ Ｒ Ｉ，Ｗｈｉｔｅ Ｂ Ａ，ｅｔ ａｌ．Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｕｍｅｎ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ
ｕｎｄｅｒ ｔｗｏ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｉｅｔ ｃｏｎｄｉ－ｔｉｏｎｓ ｕｓｉｎｇ ｄｅｎａｔｕｒｉｎｇ ｇｒａｄｉｅｎｔ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ，ｒａｎｄｏｍ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ，ａｎｄ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｅｃｏｌｏｇｙ ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ．Ａｎａｅｒｏｂｅ，２００１，７：１１９－
１３４．［２３］ Ｔａｊｉｍａ Ｋ，Ａｒａｉ Ｓ，Ｏｇａｔａ Ｋ，ｅｔ ａｌ．Ｒｕｍｅｎ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｄｕｒｉｎｇ
ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ．Ａｎａｅｒｏｂｅ，２０００，６：２７３－２８４．［２４］ Ｚｈｏｕ Ｍ，Ｈｅｒｎａｎｄｅｚ－Ｓａｎａｂｒｉａ Ｅ，Ｇｕａｎ Ｌ Ｌ．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｒｕｍｅｎ ｍｅｔｈａｎｏｇ
ｅｎｉｃ ｃｏｍｍｕｎｉｔｉｅｓ ｕｎｄｅｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｄｉｅｔａｒｙ ａｎｄ ｈｏｓｔ ｆｅｅｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ，ａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｂｙ ＰＣＲ－ｄｅｎａｔｕｒｉｎｇ ｇｒａｄｉｅｎｔ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ ａｎａｌｙｓｉｓ．Ａｐｐｌｉｅｄａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ
，２０１０，７６：３７７６－３７８６．［２５］ Ｆｅｒｎａｎｄｏ Ｓ Ｃ，Ｐｕｒｖｉｓ Ｈ Ｔ，Ｎａｊａｒ Ｆ Ｚ，ｅｔ ａｌ．Ｒｕｍｅｎ ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｄｙｎａｍｉｃｓ ｄｕｒｉｎｇ
ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ａ ｈｉｇｈ－ｇｒａｉｎ ｄｉｅｔ．Ａｐｐｌｉｅｄ ａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２０１０，７６（２２）：７４８２－８４９０．［２６］ Ｈｕｏ Ｗ Ｊ，Ｚｈｕ Ｗ Ｙ，Ｍａｏ Ｓ Ｙ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｅｅｄｉｎｇ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ
ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎｓ ｏｆ ｃｏｒｎ ｇｒａｉｎ ｏｎ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｉｐｏｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅｉｎ ｔｈｅ ｒｕｍｅｎ ｆｌｕｉｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ａｌｔｅｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｉｍｍｕｎｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｉｎ ｇ
ｏａｔｓ．Ａｓｉａｎ－Ａｕｓｔｒａｌａｓｉａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｓｃｉ－ｅｎｃｅ，２０１３，２６（１０）：１４３７－１４４５．［２７］ Ｃｈｅｎ Ｋ Ｔ，Ｍａｌｏ Ｍ Ｓ，Ｂｅａｓｌｅｙ－Ｔｏｐｌｉｆｆｅ Ｌ Ｋ，ｅｔ ａｌ．Ａ ｒｏｌｅ ｆｏｒ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ ｏｆ ｌｏｃａｌ ｇ
ｕｔｉｍｍｕｎｉｔｙ．Ｄｉｇｅｓｔｉｖｅ Ｄｉｓｅａｓｅｓ ａｎｄ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，２０１１，５６（４）：１０２０－１０２７．［２８］ Ｔｉａｎ Ｘ Ｊ，Ｓｏｎｇ Ｘ Ｈ，Ｙａｎ Ｓ Ｊ，ｅｔ ａｌ．Ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｒｅｆｏｌｄｉｎｇ
ｏｆ ｃａｌｆ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ．Ｐｒｏｔｅｉｎ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２００３，２２（５）：４１７－４２２．［２９］ Ｇｏｌｄｂｅｒｇ Ｒ Ｆ，Ａｕｓｔｅｎ Ｗ Ｇ Ｊｒ，Ｚｈａｎｇ
Ｘ，ｅｔ ａｌ．Ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｓ ａ ｇｕｔ ｍｕｃｏｓａｌ ｄｅｆｅｎｓｅ ｆａｃｔｏｒ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｂｙｅｎｔｅｒａｌ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ．Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ
ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａ，２００８，１０５（９）：３５５１－３５５６．
［３０］ Ｂａｔｅｓ Ｊ Ｍ，Ａｋｅｒｌｕｎｄ Ｊ，Ｍｉｔｔｇｅ Ｅ，ｅｔ ａｌ．Ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｄｅｔｏｘｉｆｉｅｓ ｌｉｐｏｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅ ａｎｄ ｐ
ｒｅｖｅｎｔｓ ｉｎｆｌａｍｍａ－ｔｉｏｎ ｉｎ ｚｅｂｒａｆｉｓｈ ｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｔｈｅ ｇｕｔ ｍｉｃｒｏｂｉｏｔａ．Ｃｅｌｌ Ｈｏｓｔ Ｍｉｃｒｏｂｅ，２００７，２（６）：３７１－３８２．［３１］ Ｐｏｅｌｓｔｒａ Ｋ，Ｂａｋｋｅｒ Ｗ Ｗ，Ｋｌｏｋ Ｐ Ａ，ｅｔ ａｌ．Ｄｅｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｔｏｘｉｎ ｂｙ
ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｎ ｖｉｖｏ．Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｊｏｕｒ－ｎａｌ ｏｆ Ｐａｔｈｏｌｏｇｙ
，１９９７，１５１（４）：１１６３－１１６９．参考文献：
［６］ 张龙翔，张庭芳，李玲媛．生化试验方法和技术第二版［
Ｍ］．北京：高等教育出版社，１９９７．［７］ 秦为琳．应用气相色谱测定挥发性脂肪酸方法的研究改进．南京农业大学学报，１９８２，５：１１０－１１６．［９］ 李德发．猪的营养（第二版）［Ｍ］．北京：中国农业科学技术出版社，２００３：７－
１０．［１０］ 李可洲，李宁，黎介寿，等．短链脂肪酸对大鼠移植小肠形态及动能的作用研究．世界华人消化杂志，２００２，１０（６）：７２０－７２２．［２１］ 谢电，陈耀星，王子旭，等．单色光对肉雏鸡小肠黏膜形态结构的影响．中国农业科学，
２００９，４２（３）：１０８４－１０９０．３
８１第２５卷第５期草业学报２０１６年