给药剂量-动物实验

给药剂量-动物实验系列

于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。

分以下几点来探讨这个问题。

第一、等效剂量系数折算法换算

第二、体表面积法换算

第三、系数折算法与体表面积法的比较

第四、系数折算法的相对误差

第五、小孩与成人的剂量换算

第六、少常用实验动物剂量间的换算

第七、不同给药途径间的剂量换算

第八、LD50与药效学剂量间的换算

我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：

一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。

另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。

下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。

目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。

表如下所示

请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。

试着换算一个。

如：人的临床剂量为 X mg/kg ,换算成大鼠的剂量：

大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg.

这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。

在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。

依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。

小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝ 9.1 X mg/kg.

豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg.

兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg.

猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg.

猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg.

狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.

注意，人的临床剂量常会以 ××mg／d来表示，这时我们一定要把它转化成 ××mg/kg才能以上式来折算。

如：某药，成人每天服用50mg.计算大鼠的等效剂量。

大鼠的等效剂量＝50mg/60kg×6.3=5.25mg/kg.

在这里，我们一般把成人的体重按60kg来算比较合理。尽管在这个表中，成人的标准体重设为70kg。

根据上述结果，我们来编制这样一个简表，希望能给广大战友们提供一个方便。这样，我们不必去翻阅厚重的药理实验参考书，也不必在初涉实验时茫然无措了。见下表

关于这个表，我说以下两点：

１．这个表虽然是以体重的比来计算剂量，但实际上计算的是体表面积。很多人误认为这是按体重来算剂量，不准，提出要按体表面积来算。这是误解。这个折算系数实际上就是已经把体重与体表面积的关系折算过来了的。不信，你可以用体表面积的公式来算，结果是相差无几的。

如：一个70kg的人平均体表面积是 1.73m2,一只200g大鼠的体表面积约305cm2.

我们来换算一下。按体表面积来算，那就是要算于它们单位体重所占的体表面积的比值，也就相当于它们的剂量比。

人：1.73m2／70kg＝0.02471 大鼠：305cm2／200g＝305×10-5/0.2=0.1525

大鼠剂量／人的剂量＝大鼠比表面积／人比表面积＝0.1525/0.02471=6.17

可以看出，与我们上述按折算系数算出来的结果几乎相同。

为什么说要按体表面积来算才是准确的呢？起初人们也以为是直接按体重比计算剂量就可以了，后来发现不是那么回事。经研究才知，是与体表面积基本成正比的。这是根据能量代谢的原理而得出的，认为人和动物向外界环境中放热的量与其体表面积成正比。很多研究指出：基础代谢率、热卡、肝肾功能、血药浓

度、血药浓度_时间曲线的曲线下面积（AUC）、肌酐（Cr）、Cr清除率、血液循环等都与体表面积基本成正比，因此按照动物体表面积计算药物剂量比体重更为合理。应该说，这是一种理想化的推论。在目前没有更好的、也没有更方便的换算方法的前提下，我们可以把当前这种折算关系当作一种重要的参考。

附：早在十九世纪末年，生理学家V oit 氏等发现虽然不同种类的动物每kg体重单位时间内的散热量相差悬殊，但都如折算成每m2体表面积的散热量，则基本一致。例如马、猪、狗、大鼠和人的每m2体表面积每24小时的散热量都在1000 kCal 左右。药理学家研究药物在体内的作用时则习惯于以mg/kg 或g/kg等方式来计算药物的剂量。这种办法行之于同种动物的不同个体时，问题似乎不大；但用于不同种类动物时，常常会出现严重偏小或偏大，以致无法完成实验。1958年Pinkle氏报告6-MP等抗肿瘤药物在小鼠、大鼠、狗和人身上的治疗剂量，按mg/kg计算时差距甚大，但如改为按mg/m2体表面积计算，就都非常接近。此后，按体表面积计算剂量的概念逐渐为药理学家接受，被认为尤其适用于不同动物之间剂量的换算。

以上所述，一方面是想说明按体表面积算剂量的准确性；另一方面，是想表明通过折算系数后，以体重为参照，在一定范围内还是实用的，且方便。

２．这种换算关系的前提是：各种动物对某药的敏感程度是一样的。在上述的折算关系中，我们是没有考虑到种属差异的。我们理想地认为，对任何药物，各种动物和人的敏感程度是完全一样的。这是我们折算等效剂量的一个重要的前提。例如：犬无汗腺，对发汗药不敏感，而对流涎药比较敏感；大鼠无胆囊，对利胆药及有明显肝肠循环的药物与其他动物差别较大；鼠和兔对催吐药不敏感，而犬猫则较为敏感；吗啡对一般动物有抑制作用，但却对猫引起兴奋。抗凝血药（毒鼠强等）对小鼠特别敏感，中毒剂量可以其他动物小数百倍；抗胆碱类药物（阿托品，莨菪碱等），家兔有明显耐受性（黑色家兔，特别不敏感，但新西兰家兔除外）；同是啮齿类动物，家兔是草食动物，大鼠小鼠是杂食动物，对一般药物在静注时剂量换算尚属可用，在口服用药时家兔往往起效较迟，吸收较差，特别是对胃动力药及消化系统药差异更大。大鼠对血管阻力药敏感，却对强心苷类不敏感，而猫对强心苷类则很敏感；大鼠对缺乏维生素及氨基酸敏感，因能自行合成维生素C，故对缺乏维生素C不敏感，而豚鼠对缺乏维生素C及变态反应特别敏感。我们可以用常用的麻醉剂试试对不同动物的作用。如果机械地按等效剂量去算，可能难以达到理想的效果。而实际上，我们都是一半参考等效剂量，一半靠自己的摸索。因此，不能把这个所谓的等效剂量完全照搬。当然，我们同样反对毫无根据地乱设剂量。如：有的人做实验相当然地自己随意地设置10mg/kg ,20mg/kg, 40mg/kg.好像是方便自己配药，而不是根据科学的道理来设置。这是我们所应当摒弃的。

值得一提的是，这个换算方法只是一个重要参考而已。遇到有很大种属差异的药物或化合物，上述换算关系就相差很大了。这一点要引起大家的关注。

下面我再介绍一下体型系数。

体型系数是人们根据不同动物的体重与体表面积之间的关系计算出来的。不同的动物有不同的体型系数。不少动物（包括人）的体型系数在0.09~0.1。

体表面积＝体型系数×体重2/3

在此附上一些常用实验动物的体型系数表。

下面我们来算一下，各种动物之间的体表面积比。

如：一个70kg的人与一只200g的大鼠的体表面积。

人的体表面积＝0.1×(70)2/3=1.722

大鼠的体表面积＝0.09×(0.2)2/3=0.0306

体表面积比（大鼠／人）＝0.0306/1.722=0.0177~~=0.018再算体重为20g 的小鼠的。

小鼠的体表面积＝0.06×(0.02)2/3=0.00436

体表面积比（小鼠／人）＝ 0.00436/1.722=0.00254~~=0.0025可以看出，这个计算结果与前面我们所说的那个表基本是一致。事实上，那个表就是根据体型系数算出来的。这个按体型系数计算体表面积的公式被称为Mech公式。于1879年发表。这个公式的发表，可以说，对于科学界起到了一个很好的推动作用。也使得我们从事药理、实验动物学的科研人员有了很好的借鉴。

从上述解析也可以看出，我们完全可以信任第一个表中所列出的折算系数，当然，也完全可以信任后面我编制的那个简表。因为，这一切都是由体型公式计算得来的，也就是说，是按体表面积来计算等效剂量的。

为什么说，当实验动物体重不在上述标准体重的附近的话，按折算系数算出来的剂量就不那么准了呢？

这是因为，我们用这个折算系数，只是一个点对点的关系。就是说，70kg的人对200g的大鼠，那么这个剂量完全准确的。但如果大鼠不是200g，那么就会有偏差了。这个偏差来源于体型系数的公式。

我们是应当按体表面积来计算剂量的。

体表面积＝体型系数＊（体重）2/3

注意，体表面积是与体重的2/3次方成正比的。

而我们按折算系数计算的时候，是直接按体重给药的。也就是说，剂量是与体重成正比的，而不是与体重的2/3次方。这就是偏差的来源。

我们下面就来一一地算一算。

以大鼠为例。设人的剂量为 X mg/kg， 体重70kg.

体重为150g时：

按折算系数算：

大鼠的剂量＝ 6.3 X mg/kg , 150g大鼠的总给药量为：0.15＊6.3 X mg/kg＝0.945X mg/kg

按体表面积计算：

大鼠的体表面积＝0.09＊（0.15）2/3=0.02525

人的体表面积＝1.722

体表面积比（大鼠／人）＝0.02525／1.722=0.01466

180g大鼠的总给药量为：X mg/kg＊70＊0.01466=1.0262 X mg/kg

体重为180g时：

按折算系数算：

大鼠的剂量＝ 6.3 X mg/kg , 180g大鼠的总给药量为：0.18＊6.3 X mg/kg＝1.134 X mg/kg

按体表面积计算：

大鼠的体表面积＝0.09＊（0.18）2/3=0.02853

人的体表面积＝1.722

体表面积比（大鼠／人）＝0.02853／1.722=0.0166

180g大鼠的总给药量为：X mg/kg＊70＊0.0166=1.162 X mg/kg

体重为250g时：

按折算系数算：

大鼠的剂量＝ 6.3 X mg/kg ,250g大鼠的总给药量为：0.25＊6.3 X mg/kg＝1.575 X mg/kg

按体表面积计算：

大鼠的体表面积＝0.09＊（0.25）2/3=0.03555

人的体表面积＝1.722

体表面积比（大鼠／人）＝0.03555／1.722=0.02064

250g大鼠的总给药量为：X mg/kg＊70＊0.02064=1.4445 X mg/kg

体重为300g时：

按折算系数算：

大鼠的剂量＝ 6.3 X mg/kg , 300g大鼠的总给药量为：0.3＊6.3 X mg/kg＝1.89 X mg/kg

按体表面积计算：

大鼠的体表面积＝0.09＊（0.3）2/3=0.04017

人的体表面积＝1.722

体表面积比（大鼠／人）＝0.04017／1.722=0.02333

250g大鼠的总给药量为：X mg/kg＊70＊0.02333=1.6331 X mg/kg

体重为350g时：

按折算系数算：

大鼠的剂量＝ 6.3 X mg/kg , 350g大鼠的总给药量为：0.35＊6.3 X mg/kg＝2.205 X mg/kg

按体表面积计算：

大鼠的体表面积＝0.09＊（0.35）2/3=0.04454

人的体表面积＝1.722

体表面积比（大鼠／人）＝0.04454／1.722=0.02586

250g大鼠的总给药量为：X mg/kg＊70＊0.02586=1.8102 X mg/kg

从上述计算我们是不是看出了一点规律？

那就是，当大鼠体重小于200g时，按折算系数算出来的结果比按体表面积的结果要偏小；而大鼠体重大于200g时，按折算系数算出来的结果比按体表面积的结果要偏大。

推广一下，当实验动物体重小于标准体重时，按折算系数算出来的结果比按体表面积的结果要偏小；而当实验动物体重大于标准体重时，按折算系数算出来的结果比按体表面积的结果要偏大。

哪一种计算结果更准确呢？当然是按实际的体表面积来算。

哪一种计算方法更方便呢？当然是按折算系数来计算。尤其是对非药理、实验动物专业方面的战友来说。

那么，二者的误差有多大？我们该怎么样调整？

下面我们就谈一谈两种计算等效剂量方法的误差问题。

从上面我们已经知道按折算系数计算会产生误差。这种误差应该说是属于系统误差。是由于这个公式本身给我们的实验带来的误差。还有一种误差是我们在实验中实际给药时，由于称体重、给药时的不准而产生的，那就不是我们在这里要探讨的问题了。

我们仍以大鼠为例来讨论这个误差问题。

设人的剂量为U mg/kg, 体重为70kg。

设大鼠的体重为X kg,

按折算系数计算得出的Xkg大鼠的用药量为Y1。

则：Y1=U ＊6.3＊X=6.3UX

按实际体面表面计算得出的Ｘkg大鼠的用药量为Y2。

Y2=0.09*(Ｘ)2/3/1.722＊U ＊70=3.66U(X)2/3

这样，我们就构筑了两个函数关系式。

函数Y1是一个正比例函数，其值是与X成直线相关的。

函数Y2是一个指数函数，其值是随X增大的，但不成直线。

这两个函数在什么时候相等呢？ 很显然，就是当X＝0.2的时候。因为折算系数是当大鼠体重为0.2kg时来计算的。

根据前面计算的结果，我们可以预测到：

当X<0.2时，函数Y2在Y1的上方，

当X>0.2时，函数Y2在Y1的下方。

如下图所示：

我们知道，一般用于实验的大鼠，其体重大多在150~350g之间。常常选用的是180~220g的大鼠。如下图矩形框所示

下面我们来计算误差。

这个误差应为相对误差。

令: 按折算系数计算的剂量＝A

按实际体表面积计算的剂量＝B

相对误差＝（A－B）／B×100%=A/B-1

很显然，这个相对误差是有正负的。当X<0.2时，误差为负；当X>0.2时，误差为正。

因 A=Y1=6.3X,

B=Y2=3.66(X)2/3

这样，我们就可以以X为自变量，以相对误差为因变量，再构筑一个函数Y3。Y３＝6.3X／3.66(X)2/3-1=1.72(X)1/3-1

现在我们得到了这样一个简单的函数关系式。

有什么用呢？

我们可以这个来估算按折算系数计算的剂量与实际相差多少。如果相差不大，我们认为是可以接爱的。

从图上我们可以直观地看出，当大鼠体重在200~300g时，误差不到20%.

在200g以下，是负的误差。

体重（kg）相对误差

0.1 -0.201646721

0.11 -0.175875785

0.12 -0.151623046

0.13 -0.128682913

0.14 -0.106891014

0.15 -0.086113631

0.16 -0.06624034

0.17 -0.04717878

0.18 -0.028850818

0.19 -0.011189702

0.2 0.005862102

0.21 0.022354576

0.22 0.038331447

0.23 0.053831216

0.24 0.068887982

0.25 0.083532103

0.26 0.097790739

0.27 0.1116883

0.28 0.125246811

0.29 0.138486223

0.3 0.151424674

0.31 0.164078706

0.32 0.176463451

0.33 0.188592796

0.34 0.200479512

0.35 0.212135382

0.36 0.223571297

0.37 0.234797349

0.38 0.245822908

0.39 0.256656695

0.4 0.267306836

0.41 0.277780921

0.42 0.288086051

0.43 0.298228878

0.44 0.308215647

0.45 0.318052224

0.46 0.327744132

0.47 0.337296577

0.48 0.346714469

0.49 0.356002448

0.5 0.365164905

从以上数据可知：

当大鼠体重在170~230g范围内，按折算系数计算剂量的相对误差在5%以内；当大鼠体重在150~260g范围内，按折算系数计算剂量的相对误差在10%以内；当大鼠体重在120~300g范围内，按折算系数计算剂量的相对误差在15%以内；当大鼠体重在100~340g范围内，按折算系数计算剂量的相对误差在20%以内。

我们大多数情况下，大鼠在实验期间的体重在180~250g。这样，我们按折算系数算出来的剂量，其相对误差不会超过10%.基本上能接受。如果比较均匀，在180~220g，则相对误差在5%以内。这是完全可以接受的。

至此，我们是否明白了？

那就是说：

《药理实验方法学》所编的等效剂量折算表，按体重给药，只要大鼠体重相差不是很大，其误差是可以接受的。这个表的编制，就是为了方便广大科研工作者。

如果大鼠体重达300g以上，尤其是达350g以上的时候，我们可以选择用实际体表面积来算。我们知道，要把体重转化成体表面积，要用到计算器。这在我们给药的时候带来很大的不便。那么，如果我们真的一定要很严谨，坚持要按实际体表面积给药的话，我们如何快速、简便地算出剂量呢？其实很简单，我们可以根据上述理论的结果来进行修正。

凡体重在250~300g之间的，误差按10%计算。即：A－B／B＝0.1。我们可以直接按折算系数，算出A的值。而B才是我们需要的真正最接近实际体表面积的值。易知：B＝0.9A. 那就是说，在这个体重范围内的大鼠，剂量打九折就行了。

凡体重在300~350g之间的，误差按15%来算。B＝0.87A。剂量为八点七折。

凡体重在350~400g之间的，误差按20%来算。B＝0.83A

凡体重在400~450g之间的，误差按25%来算。B＝0.8A

凡体重在450~500g之间的，误差按30%来算。B＝0.77A

这只是理论推算，除极少数情况外，实际体重太大的恐怕不能用于实验。

此前，不少战友对于剂量到底是按体重算还是按体表面积算，是有过一番争论的。在此，当我们了解了其中的相对误差后，就会有选择依据了。我们可以根据上面提到的误差，权衡一下用哪一种方法。

除了这些误差之外，我们在实验中常有不少人为误差。给药的剂量常会因为人为的操作而出现偏差。而那样的偏差达10%我想是很常见的。而我们这个折算系数公式算出来的剂量误差在15%以内的话，是不足为虑的。

因此，在说了这么多之后，我想说的是：

不要把简单的事情弄复杂。按折算系数算出来，剂量是八九不离十的。按照前面我所编制的简表，大家都可以非常方便的算出剂量来。也就不必经常来论坛里问剂量了咯～～～ 多一句很笨笨的话：有人会问，那我要算大、小鼠之间的剂量比呢，要算大鼠和豚鼠的呢？在鼠和兔的呢？这就很简单了。我们知道它们之间与人的剂量比，相比一下就知道它们之间的比了。

至此，我们对于这个折算系数换算剂量的方法基本解析完全。

附：为了这一个小小的剂量的问题，花大量的篇幅来讲，其实目的只有一个：就是论证《药理实验方法学》上那个等效剂量折算表的权威性。按此表来计算，结果不会差到哪里去。而如果一定要用实际体表面积来算，一则相差无几，二则繁琐，令人不胜其烦。看了以上的论述种种，您是否已有了上述感受呢？

现在，您就可以放心地用我编的那个简表了。很简单的几个数字：

小鼠： 9.1倍 大鼠：6.3倍 豚鼠：5.42倍

兔：3.27 倍 猫： 2.73倍 猴：1.05倍 狗：1.87倍。 欢迎大家多多探讨～～！本人意见仅供参考。

又附：在此对那个《药理实验方法学》中的折算关系表再提一点自己的看法。与大家共商榷。我觉得，此表中，人的体重设为70kg，是有点不妥的。我们国人的平均体重是否能达到70kg？难道我们都能吃得这么好？这恐怕不是太合理。如果设为60kg或55kg，则能为大多数人接受。这样一来，这个表就得进行修正。如果为60kg，则人的体表面积为1.55m2左右。那么，这样一来，折算系数表的中数字，全部要修正。最后一行的数字要乘以1.72/1.55=1.11而表最右上端的人的体重改为60kg.

如此一来，我所编的那个简表就要修正了。

按人体重60kg计算：

这样，计算各种实验动物与人的剂量的倍数时就是这样了：

实验动物用剂量＝人的剂量＊60＊1.11＊折算系数／动物体重。

而原有的计算方法为：

实验动物用剂量＝人的剂量＊70＊折算系数／动物体重。

这样，相当于简表中的数字都要乘以60*1.11/70=0.95

结果如下：

小鼠：8.65倍 大鼠：5.98倍 豚鼠：5.15倍

兔：3.11 倍 猫： 2.59倍 猴：0.998倍 狗：1.78倍。

同理，按人体重55kg计算：简表中数字乘以55＊1.175/70=0.92

小鼠：8.37倍 大鼠：5.80倍 豚鼠：4.82倍

兔：3.01 倍 猫： 2.51倍 猴：0.97倍 狗：1.72倍。

同理，按人体重50kg计算，简表中数字乘以50*1.25/70=0.89

小鼠： 8.1倍 大鼠：5.61倍 豚鼠：4.82倍

兔：2.91倍 猫： 2.43倍 猴：0.93倍 狗：1.66倍

此结果与大家共探讨。如有不同看法，请与我交流。

在做动物实验的时候，我们通常要用到不同的给药途径。

而且，有时候我们想知道不同的给药途径之间的效果相差有多大？

以什么样的比例给予能使不同给药途径之间的效果差不多呢？

比如：某药，可静脉注射，也可以腹腔注射，我们想把静脉途径改为腹腔，到底给多少药比较合适呢？或者，把静脉的改成口服，又大概是多少呢？

这些问题，许多实验书上并没有定论。大多数是我们在实践中根据经验总结出来的。

下面我们就来谈谈这个问题。

说到这个问题，我们不得不谈到生物利用度。按照经典的定义，生物利用度是指药物吸收的速度和程度。吸收的速度反反与药物的达峰时间相关联。而吸收的程度与发挥作用的药量是相关的。而我们常常主要关注的是吸收程度。因而，生物利用度F＝药物吸收量／经静脉给药的量，这就是绝对生物利用度。

我们谈到不同给药途径之间的换算，就是要用到绝对生物利用度。通常我们以静脉为参照，来比较其它途径给药能达到静脉的百分之几来衡量。关于不同途径给药的问题，在不少的药理及相关的书上，有如下的叙述：

以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。

这些是我们实验时所得到的一般的经验。从以上的数字我们可以看出，人们常常把口服生物利用度估计为25％左右。认为肌注相当于静脉的80％，皮下相当于静脉的50％。应该说，这样的估计是比较合理的。口服一般生物利用度可有30～

40％，高者也可达70％，低者在15％以下。估计为25％，有点偏于保守，本人倾向于估计为30％。除此之外，在动物实验中，还有一种重要的给药途径，就是：腹腔注射。它可达到不错的效果，而又比静注要简单方便，因此常常采用。除了有吸收不太规则的缺点之外，其余方面很不错。而且吸收一般可达静注的80～85％。

因此，我们可以将上述结果列于下：

对此简表需要说明的是：

第一，给药剂量可参照经验，但最好亲自实验。因为每种药物的生物利用度是不一样的。简表中所示只是一种多数情况下的估计。可能与实际会有较大出入。

第二，能够不改给药途径时，尽量不改。实验药量足够的情况下，尽量不要改给药途径。一则是各给药组间要剂同对比；二是给药途径改后效果不好对比。尤其是口服和静注之间有时按上述折算给药时，血药浓度相差太大。主要是口服影响因素多。

第三，有时实验操作熟悉程度影响很大。尤其是静注。而口服途径一般来说，较易实现相对准确。

附：关于局部给药的剂量折算问题

有时候，我们做的虽然是在体实验，却是局部给药。如：想考察一种药物对烧伤的作用。一般用兔子做实验。那么，在多大的面积上给多少药才与临床差不多等效呢？

关于这个问题，我们只讨论皮肤给药的。

我个人认为，如果只是看药物在局部的作用（如：烧伤），就和人体用相同的剂量。即用于人体多少面积涂多少药，动物也是多少面积涂多少药。不过，要注意一点，这是我们设想实验动物对此药敏感程度与人相同的情况下。

那么，如果是透皮吸收的呢？也就是说，把皮肤只当作一个给药途径，最终在体内发挥作用的呢？那实际上就相当于体内给药了，仍然按前面所述的等效剂量给药。

那么，对于这样一些在这个表中无法找到折算系数的动物，我们怎样来折算它们与人或其它动物的等效剂量呢？

对此，很多人会感到茫然。其实，只要知道等效剂量折算的原理，我们照样可以

很好地估算出来。

与其它实验动物的剂量折算相似，方法如下：

第一，能找到有参考文献的，可以用现成的剂量。但这样的情况不多。

第二，有临床用量的，折算到动物。这就要我们去找到相应的动物的体型系数。通过查文献我们可以找到。。。

LD50与药效学实验剂量的换算

面对一个全新的化合物，无任何资料可参照的情况下，我们如何去设置剂量？我想，首先至少我们会做一个急性毒性实验。在急毒中，我们可以得到一个LD50，或者是最大耐受量（MTD）。这可能成为我们选择剂量的一个重要依据。

那么，如何根据LD50或MTD来选择剂量呢？要注意些什么问题呢？

下面我来跟大家探讨一下。

在不少的药理书上，都是讲测出药物或化合物的LD50以后，取其1／10，1／20，1／30的剂量作为药效学的高、中、低剂量。

对此，我们差不多也是这样做的。只是有个预试过程。在预试中摸索并调整剂量。但上述剂量的设置似乎没有一个定量的、理论的依据。

那么，我们如何来估计药效学实验的剂量呢？

在此，我提出一个自己的想法。

我们知道，药物是安全性和有效性并存的。在达到很好的药效的时候，可能已经产生毒性了。我们既要控制毒性，又要在这个基础上尽量最大地发挥药效。那么，什么样的情况下可以满足这样一个要求呢？

我觉得，就是：当药物差不多刚刚引起毒性反应时的剂量设为药效学的最高剂量，再往下以等比递减。如果要给一个定量的数字，我觉得取LD5比较好。就是说，把引起5％实验动物死亡的剂量定为药效学最高剂量。

如果这样，那接下来的问题就是：寻找LD50与LD5之间的关系。

下面，我们就运用药理学与数学的知识来探讨这个问题。

为此，我们先来了解一下相关的基础知识。

我们知道，药理效应跟剂量（或药物浓度）之间存在一定的关系。这种关系不是完全地成比例，可能是效应与浓度的对数成比例，也可能效应与浓度的对数亦不成比例，而是表现出一种这样的规律：浓度较小时，增加浓度药效增加不很明显；浓度中等时，增加浓度药效有较明显地增加；浓度较大时，增加浓度药效增加又不太明显；直到出现最大效应。这就是所谓的“量－效关系”或“浓度－效应关系”。如何用数学的模型或是公式来描述这样一种“浓度－效应关系”呢？

早已有人对此进行了研究。其中比较为大家所公认的是由A.V.Hill提出的一个方程:

E=Emax.Cs/ECs50+ Cs

这就是著名的Hill方程。

式中，Emax表示药物的最大效应；EC50表示达到50％的Emax时的药物的浓度；C表示药物的浓度；上标S是表示浓度－效应关系曲线形状的参数。

毒理效应可以看作是一种特殊的药理效应。因此，我们将这一公式移植到急毒实

验中来进行一些应用。

对于一定大小的动物而言，一定的剂量与一定的血药浓度基本上成正比的。所以，我们就以剂理来代替浓度进行计算。

上式中，以LD50代替EC50，以LD代替C，则得：

E=Emax.LDs/LDs50+ LDs

很显然，在毒理实验中，Emax就是死亡率为100％时的效应。

相应地，LD5则为死亡率为5％时的效应；LD1则为死亡率为1％时的效应；LD50则为死亡率为50％时的效应。我想对此大家应无异议。

如此，我们来看，当剂量为LD5时，LD5与LD50之间的关系如何呢？

E5=5％Emax =Emax.LD5s/LDs50+ LD5s

得：0.05= LD5s/LDs50+ LD5s

化简，

得：LD5s=0.05/0.95X LDs50

=1/19X LDs50

同样地, LD1s =1/99X LDs50

如果S=1, 则LD5大约为LD50的1/20; LD1则为LD50的1/100.

如果S=2, 则LD5大约为LD50的0.229; LD1则为LD50的0.1.

如果S=3, 则LD5大约为LD50的0.378; LD1则为LD50的0.219.

如果S=4, 则LD5大约为LD50的0.479; LD1则为LD50的0.317.

如果S=5, 则LD5大约为LD50的0.555; LD1则为LD50的0.399.

如果S=6, 则LD5大约为LD50的0.612; LD1则为LD50的0.464.

S是决定药效随血药浓度增加而变化的趋势的程度的参数。当S<2时，药效是随血药浓度呈渐进式的；当S>6时，药效是随血药浓度呈突进式的；而当S介于二者之间时，药效是呈过渡式的。

很多药物的S值在2以下，一部分在2～5之间，大于6的极少。也就是说，大多数药物的效应随血药浓度增加是渐进式的，或近于渐进式的。

那么，根据以上的计算结果，我们是否可以初步地得到一个结论呢？

那就是说，当我们知道一个化合物的LD50以后，我们可以得到一点关于它的LD5或LD1的信息。我们希望在做药效学实验时，动物的死亡率不要超过5％，最好不要超过1％。也就是说，药效学的最高剂量是否可以估计为LD5或者LD1呢？

我觉得是可以的。而且，我更趋向于保守地估计。那就设为1％吧。剂量就给到LD1的样子。

同理，虽然我们知道有些药物的S值是大于2的，这样量－效曲线比较陡，算出来的LD1与LD50接近了许多，但为保守起见，我们仍取比较小的剂量作为药效学的实验剂量。

[color=red]这样我们就得到了药效学剂量的一个最保守的估算值：大约取LD50的1／100。

但，不可否认的是，这是一个相当保守的估计。如果药物的S值是大于2的，则这个剂量可能要高好几倍。因此，药效学的剂量高的可以取到LD50的1／10，甚至1／5。

因此，这些是需要我们去摸索的。因为，毕竟毒理反应和药理效应的机理可能不同，其量－效关系的变化规律可能不一样。我们通常给的剂量大概是LD50的1

／50～1／20之间。[/color] 在新药研究指南中，并没有规定剂量取LD50的多少分之一。而是给出了一些基本的原则。只要遵循了这些原则就可以了。长毒实验中规定低剂量不能有毒性反应，中剂量有轻微毒性反应，高剂量要有一定的毒性反应。是否可以考虑将LD50的1／100作为长毒试验的低剂量？我觉得上式有一定的参考意义。

对化学合成药而言，剂量在100mg/kg以上就是相当大的剂量了。多数药效学实验的剂量在10～100mg/kg。甚至在10mg/kg以下。如果LD50超过5g/kg，那样化合物的毒性就是相当低了。

对于中草药而言，可能很多时候测不到LD50，而是用最大耐受量来表示。在MTD时，还没有出现一只动物死亡。那可以这样说，此药的LD1肯定是比这个MTD要大的。因此，从理论来上说，药效学的最高剂量可以达到MTD。当然，这个思维的出发点是，在这个剂量点基本上还没有动物出现严重的毒性反应。但不能忽略的一点是，没有死亡不能就推定没有毒性。因此，实际操作中，我们常常会以MTD的几分之一来定药效学剂量。1／2或1／3是常用的。在实践中观察效果。为什么可以这样做呢？因为，当剂量达到MTD时，可能药效早已达到了最高点。从量－效曲线的规律我们也知道。所以，没有必要用那么高的剂量。

一家之言，仅供参考～！

希望大家多多探讨。

附：由于上面的公式有点看不清。上传一张图片。

续：各常用实验动物折算系数的验证如下：

小鼠体型系数：0.06标准体重：20g=0.02kg

小鼠的折算系数＝（体型系数小鼠*W小鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.06*0.02 2/3 ）/0.1*70 2/3）* 70*X /0.4

＝0.004364/1.723

＝0.00253

大鼠体型系数：0.09 标准体重：200g=0.2kg

大鼠的折算系数＝（体型系数大鼠*W大鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.09*0.2 2/3 ）/0.1*70 2/3）* 70*X /0.4

＝0.030618/1.723

＝0.01777

＝0.018

豚鼠体型系数：0.099 标准体重：400g=0.4kg

豚鼠的折算系数＝（体型系数豚鼠*W豚鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.099*0.4 2/3 ）/0.1*70 2/3）* 70*X /0.4

＝0.05358/1.723

＝0.031

兔体型系数：0.093 标准体重：1.5kg

兔的折算系数＝（体型系数兔*W兔2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.093*1.5 2/3 ）/0.1*70 2/3）

＝0.1220/1.723

＝0.07

猫体型系数：0.082 标准体重：2.0kg

猫的折算系数＝（体型系数猫*W猫2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.082*2.0 2/3 ）/0.1*70 2/3）

＝0.1305/1.723

＝0.076

狗体型系数：0.104 标准体重：12kg

狗的折算系数＝（体型系数狗*W狗2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.104*12 2/3 ）/0.1*70 2/3）

＝0.5496/1.723

＝0.32

猴体型系数：0.111 标准体重：4.0kg

猴的折算系数＝（体型系数猴*W猴2/3）/（体型系数人*W人2/3）

＝（0.111*4 2/3 ）/0.1*70 2/3）

＝0.2810/1.723

＝0.163

现在大家也许很清楚了，那个剂量折算表就是根据体表面积、体型系数的公式将不同种属动物的标准体重而得到的体表面积相比而得到的！我们知道了这其中的奥秘之后，就可以自己动手编制一张这样的表了。

在此再说明一下，关于小鼠的体型系数，目前仍有争论。0.06算出的体表面积比实测的体表面积要小一些。目前有人实测后认为小鼠的体型与大鼠相似，体型系数接近0.089。如果照此算来，小鼠与人相比剂量倍数还要增加。

但是，我不得不说的是，按第一个表，或者是我编制的简表来计算实验动物的等效剂量，要动物基本上在标准体重的区间内相差不大才会准确。也就是说，小鼠在20g左右，大鼠在200g左右，豚鼠在400g左右等等，这样计算出来才会准确。如果实验动物的体重与此相差比较大，按刚刚我们所讲的体型公式计算，与按折算系数计算的结果，就会有较大的偏差。

我们不妨以大鼠为例来算一算。

当大鼠的体重为180g, 250g ,300g ,350g,400g时，那么它的剂量根据体型系数计算实际体表面积应是多少？而按我们前面所说的折算系数算又是多少？它们之间相差有多大？ 当大鼠体重在哪个范围内波动时，上述折算系数仍然基本准确呢？这个问题我们再进一步探讨。

(2020年7月整理)实验动物剂量换算.doc

实验动物剂量换算问题的解析 一、体表面积计算法 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。表如下所示： 人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值

本人认为在此表中，人的体重设为70kg，是有点不妥的。如果设为60kg，则能为大多数人接受。这样一来，这个表就得进行修正。如果为60kg，则人的体表面积为1.55m2左右。那么，这样一来，折算系数表的中数字，全部要修正。最后一行的数字要乘以1.72 / 1.55 =1.11，而表最右上端的人的体重改为60kg。 那么我们来看看上面这个表的最后一行，这个也是我们通常要用到的，把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。但是如果按这个表来计算实验动物的等效剂量，需要动物的体重基本上在标准体重的区间内相差不大才会准确。也就是说，小鼠在20g左右，大鼠在200g左右，豚鼠在400g左右等等，这样计算出来才会准确。当大鼠的体重为180g、250g、300g、350g、400g时，那么它的剂量根据体型系数计算实际体表面积应是多少？而按折算系数算又是多少？它们之间相差有多大？当大鼠体重在哪个范围内波动时，上述折算系数仍然基本准确呢？为什么说，当实验动物体重不在上述标准体重的附近的话，按折算系数算出来的剂量就不那么准了呢？ 这是因为，我们用这个折算系数，只是一个点对点的关系。就是说，70kg的人对200g的大鼠，那么这个剂量完全准确的。但如果大鼠不是200g，那么就会有偏差了。这个偏差来源于体型系数的公式。 如：人的临床剂量为Xmg/kg,换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝（X mg/kg×70kg×0.018）/200g ＝（X mg/kg×70kg×0.018）/0.2kg ＝6.3X mg/kg。 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。在这里，我们要看到每种动物

实验动物房的设计

实验动物房的设计 根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级： 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。 二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或栖生动物（GN），无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。 四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。 综合上述，对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A 隔离系统是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B 屏障系统把10000～100000级左右的无菌洁净室作为饲养室，主要用于无特殊病原体动物的长期饲养和繁殖。入室施行严格管理，如淋浴、换贴身衣服等。 C 半屏障系统放宽对屏障系统中人及物出入房间时的管理，平面组成大致与屏障系统相同。 D 层流架系统笼具放在洁净的水平层流空气中。常用于小规模饲养，但在一般房间进行饲

实验动物给药剂量计算方法

（）动物给药量的确定 在观察一药物的作用时，应该给动物在的剂量是实验开始时应确定的一个重要问题剂量太小，作用不明显，剂量太，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定剂量：1．先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一应用剂量，一般可取1/10-1/5。 4．确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则应慎重分析。 动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml），以便给药。

例2：计算给体重23g的小白鼠，注射盐酸吗啡15mg/kg重，溶液浓度为0.1%，应注射多少m l？ 计算方法：小白鼠每kg体重需吗啡的量为15mg，则0.1%盐酸吗啡溶液的注射量应为15ml/kg 体重，现小白鼠体重为23g，应注射0.1%盐酸吗啡溶液的用量=15×0.023=0.345ml。 （三）人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法 1．人与动物用药量换算人与动物对同一药物的耐受性是相差很大的。一般说来，动物的耐受性要比人大，也就是单位体重的用药理动物比人要大。人的各药物的用量在很多书上可以查得，但动物用药量可查的书较少，而且动物用的药物种类远不如人用的那么多。因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：人用药量为1，小白鼠、大白鼠为25-50，兔、豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。 此外，可以采用人与动物的体表面积计算法来换算： （1）人体体表面积计算法计算我国人的体表面积，一般认为许文生氏公式（中国生理学杂志1 2:327,1937）尚较适用，即： 体表面积（m2）=0.0061×身高（cm）+0.0128×体重(kg)-0.1529 例：某人身高168cm，体重55kg，试计算其体表面积。 解：0.061×168+0.0128×55.0.1529=1.576m2 （2）动物的体表面积计算法有许多种，在需要由体重推算体表面积时，一般认为Meeh-Rubn er氏公式尚较适用，即： 式中的K为一常数，随动物种类而不同：小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、猫9.8、狗11.2、猴11.8、人10.6(上列K值各家报导略有出入)。应当指出，样计算出来的表面积还是一种粗略的估计值，不一定完全符合于每个动物的实测数值。 例：试计算体重1.50kg家兔的体表面积。

如何设计动物实验

如何设计动物实验 一般来说，动物实验的研究工作应该明确描述，研究的目的和/或者需要验证的假说。1、选择特定动物模型的原因。2、动物种、品系、来源和类型。3、每个独立实验步骤的详细描述，包括研究设计和使用动物数量。4、数据分析所用的统计学方法。动物实验设计有重要的意义的意义1、正确的动物实验设计对提高科学研究质量、发表高水平的学术论文非常重要2、目前许多动物实验质量不高。3、一个好的实验设计，对统计学分析来说帮助很大，可以使问题变得更加容易解决4、一个不正确的实验设计，导致结果信息无用。实验设计的主要目的一是保证所测变量的任何差异是由处理造成的，而不是其他非对照变量引起；另一个目的是通过控制确定的变量在尽可能小的范围内，减少所测反应的变异性，这样对处理效应的评介更准确。我将它分为以下几个步骤 一、实验设计的最初步骤 1、查阅文献 A: 明确研究焦点B：明确方法 C：明确模型D：评估实验 2、科研方法 A：观察和描述科研中的现象B：系统的陈述问题和解释问题的假说C：利用假说预测新的观察结果D：验证假说 3、问题的陈述、研究的目标和提出假说 ?问题提出：实验将说明的问题是什么，意义 ?研究目标：总目标，特殊问题 ?假说：对每一个至少给出两个预计结果 ４、动物模型的确定 ?使用系统发育水平最低的动物，符合３Ｒ原则 ?使用的动物具有研究要求种属或品系专一特点，特定研究目的必须特点?实验期间动物模型维持条件 ?动物模型来源渠道 ?最终确定动物模型前征询实验动物兽医意见 ５、实验合作者的确定 ?在研究的过程中，明确应用的试验技术操作，并确认具有相应操作专长的人员来完成。 ?让合作者了解实验：设计、计算、样品收集．．．． ?实验动物中心可以提供动物实验有关技术操作培训及昂贵设备服务 二、动物实验设计 １、研究方案 根据问题、目标、假说，提出实验操作安排的计划并文字化 考虑的方面： A：动物模型持续时间B: 模型中预期疾病的进程（决定测定的最适时间点） Ｃ：人员参加的时间，实验花费Ｄ：给药方法 Ｅ：风险评估Ｆ：统计学方法选定 ２、实验单元 可以是一个动物，也可以是一组动物群体

2010最新换算公式--人和动物及各类动物间药物剂量的换算方法

五、人和动物及各类动物间药物剂量的换算方法 1．人与动物用药量换算人与动物对同一药物的耐受性是相差很大的。一般说来，动物的耐受性要比人大，也就是单位体重的用药量动物比人要大。人的各种药物的用药量在很多书上可以查得，但动物用药量可查的书较少，一般动物用的药物种类远不如人用的那么多。因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般按下列比例换算：按每公斤体重人用药量为1，大白鼠、小白鼠为25~50，兔、豚鼠为15~20，犬、猫为5~10。 此外，可以采用人与动物的体表面积计算法来计算： （1）人体体表面积计算法：计算我国人的体表面积，一般认为许文生公式尚较适用，即：体表面积（m2）=0.0061×身高（cm）+0.0128×体重（公斤）-0.1529。例：某人身高168cm,体重55kg，试计算其体表面积。解：0.0061×168+0.0128×55-0.1529=1.576m2。 (2)动物的体表面积计算法：有许多种，在需要由体重推算体表面积时，一般认为Meeh-Rubner公式较适用，即： A（体表面积，以m2计算）=K×(W2/3/10000)；式中W为体重，以克计算；K 为一常数，随动物种类不同而不同；小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、猫9.8、犬11.2、猴11.8、人11.6(上列K值各家报道略有出入)。应当指出，这样计算出来的体表面积还是一种粗略的估计值，不一定完全符合每个动物的实测数值。 例：试计算体重1.50kg家兔的体表面积。K=10.1 W=15002/3 解：A=10.1×(15002/3/10000)式中两边取对数后得： logA=log10.1+2/3log1500-log10000=1.1218 A=0.1324m2(体重 1.5kg家兔的体表面积)。 2．人与不同种类动物之间药物剂量的换算 （1）直接计算法：即按A=K×（2002/3/10000）计算。例：某利尿药大白鼠灌胃给药时的剂量为250mg/kg左右，试粗略估计犬灌胃给药时可以试用的剂量。解：实验用大白鼠的体重一般在200g左右，其体表面积（A）为：A=9.1×(2002/3/10000)=0.0311m2。

人和动物给药剂量换算

请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×200g＝X mg/kg×70kg×0.2kg＝X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。各常用实验动物折算系数的验证如下： 小鼠体型系数：标准体重：20g=0.02kg 小鼠的折算系数＝（体型系数小鼠*W小鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3） ＝（* 2/3 ）/*70 2/3）* 70*X / ＝ ＝ 大鼠体型系数：标准体重：200g=0.2kg 大鼠的折算系数＝（体型系数大鼠*W大鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3） ＝（* 2/3 ）/*70 2/3）* 70*X /

＝ ＝ 豚鼠体型系数：标准体重：400g=0.4kg 豚鼠的折算系数＝（体型系数豚鼠*W豚鼠2/3）/（体型系数人*W人2/3） ＝（* 2/3 ）/*70 2/3）* 70*X / ＝ ＝ 兔体型系数：标准体重：1.5kg 兔的折算系数＝（体型系数兔*W兔2/3）/（体型系数人*W人2/3）＝（* 2/3 ）/*70 2/3） ＝ ＝ 猫体型系数：标准体重：2.0kg 猫的折算系数＝（体型系数猫*W猫2/3）/（体型系数人*W人2/3）＝（* 2/3 ）/*70 2/3） ＝ ＝ 狗体型系数：标准体重：12kg 狗的折算系数＝（体型系数狗*W狗2/3）/（体型系数人*W人2/3）＝（*12 2/3 ）/*70 2/3） ＝

实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范

实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范公司标准化编码 [QQX96QT-XQQB89Q8-NQQJ6Q8-MQM9N]

【特殊实验室】实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范 一、实验动物的分类 实验室根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级，分别是普通动物、清洁动物、无特殊病原体动物、无菌或栖生动物。 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。 二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或栖生动物（GN），无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 二、四类实验动物的病理检查标准 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。 四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。三、动物房设计管理上的要求 对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A隔离系统 是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B屏障系统

实验动物与人剂量换算

我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ,换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。 小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1 X mg/kg.

实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范

【特殊实验室】实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范 一、实验动物的分类 实验室根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级，分别是普通动物、清洁动物、无特殊病原体动物、无菌或栖生动物。 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。 二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或栖生动物（GN），无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 二、四类实验动物的病理检查标准 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。

四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。 三、动物房设计管理上的要求 对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A隔离系统 是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B屏障系统 把10000～100000级左右的无菌洁净室作为饲养室，主要用于无特殊病原体动物的长期饲养和繁殖。入室施行严格管理，如淋浴、换贴身衣服等。 C半屏障系统 放宽对屏障系统中人及物出入房间时的管理，平面组成大致与屏障系统相同。 D层流架系统 笼具放在洁净的水平层流空气中。常用于小规模饲养，但在一般房间进行饲养、操作和处理时有被污染的危险性。可用于半屏障的补充。

实验动物房总体建筑设计原则SICOLAB

医学实验动物房设计（详细）SICOLAB 实验动物房总体建筑设计原则 根据国家科委《实验动物管理条例》、国家卫生部《医学实验动物管理实施细则》的具体要求，结合广西的具体情况，目前广西尚未有能够提供合格的ＳＰＦ级实验动物的单位，而我所是药品检验单位，国家科委要求2000年底前药品检定应使用清洁级实验动物。因此，我所新建的实验动物中心设计的原则是以建立动物饲养繁殖和实验饲养相结合的综合基地，该工程的环境与设施要求达到ＳＰＦ级标准。该中心的设计具有小规模、起点高、设计完善、布局设置合理，可使用面积大，利用率高，具有节能、节资等特点 平面布局设计加层新建的十层楼长48ｍ，宽103ｍ，楼层高为38ｍ;其中十楼西侧长24ｍ暂作普通级设施使用，十楼东侧长24ｍ为ＳＰＦ级设施即ＳＰＦ级实验动物中心，十一楼为饲料加工房和空调、风机机房。SPF级实验动物中心内设置有货物电梯、淋浴室1间，2套更衣1、更衣2和风淋室，洁净物品储藏室1间，洗刷消毒室1间，清洁走廊和亚清洁走廊，隔离观察室(检疫室)1间，饲育室6间及实验室2间，平面布局采用三走廊方式，中间走廊为清洁走廊，二边走廊为亚清洁走廊，清洁真走廊与亚清洁走廊之间为饲育室和实验室。饲育室区和实验室区各走廊均有密封门严格隔开，饲育室区和实验室区分别设置有独立的更衣1、更衣2和风淋室，以便各区域的人员运行各行其道，防止交叉感染。 3 空调通风系统 31 空调系统 311 空调设计及ＳＰＦ级环境设施设计的主要参数：温度：夏季24℃±2℃，冬季22℃±2℃;湿度：ＲＨ(50±10)%;光照度：不小于300～350ＬＸ，明暗比12∶12ｈ，日光灯照明，且设紫外灭菌灯;通风：采用全新风，顶棚送风，四角回风;净化度：1万级(每立升空气中粒径大于05μｍ的尘埃粒子数小于或等于350个);噪音：低于50ｄＢ;氨浓度：低于20ｐｐｍ;正压控制：清洁走廊、饲育室(或实验室)、亚清洁走廊、外环境的压力梯度20Ｐａ。 312 空调系统的设计和选用空调系统是实验动物屏障设施中重要设备，主要起调温调湿作用。由于ＳＰＦ级实验动物中心采用全新风，屏障系统内部与外环境之间换气量大，空调系统在运转时消耗能源相当大，因此，在设计ＳＰＦ级实验动物设施时必须考虑设备的一次性投资和运转的维持费用两方面问题。我所经过大量调查，采用清华同方股份有限公司生产的ＦＳＬＲ60型风冷模块式冷热水机组空调2台，每台机组制冷量为66ｋＷ，输入功率为231ｋＷ。2台机组可依据使用情况自动控制十楼普通级环境(约24ｍ2)和ＳＰＦ级实验动物中心环境(约250ｍ2)的温度和湿度。该机组具有以下优点： ①无需专用机房和水塔，使用方便 ②节省能源，降低维持费用。 ③管理方便。空调机组的工作状态及送风状态都在远程控制上显示及控制，利于使用和管理。 ④维修方便。该机组为模块式组合，可以在工作状态不断电情况下进行维修，更换元件简易，方便;且主要元件均为美国进口元件，不易损坏。 32 通风系统送风系统采用清华同方股份有限公司生产的变频风机，通过该机设置的集成模块可以调节风速和风量，节省运转费用。全新空气经空调净化箱初效、中效过滤、恒温后，由变频风机加压，通过送风管道从各室顶部中央600ｍｍ×600ｍｍ或400ｍｍ×400ｍｍ高效过滤器送入各室内、清洁走廊和亚清洁走廊等。排风系统由2台排风机(其中一台为备用机)组成，在各室四角壁及清洁走廊、亚清洁走廊与各室隔墙处均设置回风口，废气从回风口经排风管道在机房排风箱内集中外排。4 建筑室内净化装饰工程及电气设备工程 41 建筑室内净化装饰工程室内四壁墙体和吊顶顶壁均采用50ｍｍ厚保温泡沫夹心彩钢板，其外形美观，隔音、保温、阻燃、密闭性能较好。室内竖角和横角选中100铝合金圆弧。进气、排气管道位于技术杂层，室内装饰高23ｍ，技术夹层高15ｍ;内门均采用彩钢夹心板密封推开门，门上设置观察窗，各室内隔墙之

动物实验给药剂量换算

动物实验给药剂量换算 医学 2009-02-19 14:24 阅读672 评论2 字号：大中小 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的 问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于 两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。

目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： screen.width-333)this.width=screen.width-333" align=absMiddle border=0> 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验 动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ,换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg ＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。 小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02 kg＝9.1 X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg ＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg.

动物实验室设计方案

动物实验室设计布局要求与规范 动物实验室包括普通的动物实验室规划设计和洁净动物实验室规划设计，一般由前区、饲养区、动物实验室、辅助区组成。 1.动物实验室布局的设计:计符合实验室标准和使用要求的产品布局规划;确定实验室内产品的类别规格数量。 2.水电预留位置的设计:在确定了平面布局后，提供全面水电位置图，方便客户工程精准施工。 3.通排风系统的设计:在实验室新建或改造项目中，在规划阶段就参与其中，派专业的工程师到现场与相关的人员联系，根据实验室内通风载体的数量(如通风柜、集气罩、排气罩)设计出完整的通风方案;方案内容包括：建筑内预留排风管井的位置及尺寸，管道的分布及规格。确保通风的载体使用时的风速、排风量、噪声等指标符合国家标准，并与建筑内的空调、消防、照明等线路互不干绕。 4.气路管道系统的设计:根据实验对气体供应的需要，结合现场布局，提供供气系统设计方案，在保证气体纯度的同时，精密调控气体的压力和流量。 5.环保的设计:提供完善的废气净化处理解决方案，使实验中产生的废气得到有效的解决，符合环保的排放指标。 6.产品个性设计:根据实验流程及人员的特殊要求，调整产品结构和功能，设计出个性的产品以满足不同用户的需要。 7.安全设施的设计:按照国际标准，在实验室合理配置安全柜、毒品柜及紧急事故淋洗器，急救洗眼器等安全设施。 动物实验室的级别： 一级普通动物(CV)，系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和积少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性(即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果)。 二级清洁动物(CL)，要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物(SPF)，要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物(GF)或悉生动物(GN)。无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。悉生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。

动物实验给药剂量换算

动物实验给药剂量换算 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ,换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。

动物实验设计

口服避孕药预防化疗对大鼠卵巢损伤的研究 研究背景 卵巢早衰(premature ovarian failure POF)系指妇女在40岁以前绝经，常表现为雌激素水平降低引起的月经紊乱、不孕、围绝经期综合征等一系列症状。POF病因复杂，目前仍不清楚，化疗远期毒副作用是其中之一。随着化学毒性药物在肿瘤及自身免疫疾病的广泛应用，其导致的性腺功能损害成为研究新热点，其中以环磷酰胺(cyclophosphamide，crx)为代表的烷化剂引起的卵巢功能损害研究较多，但其作用机制仍不清楚。一些研究显示，CTX可直接损伤卵巢颗粒细胞，并主要作用于有丝分裂活跃的卵泡，而静止的生殖细胞呈低度敏感。另有学者提出，化疗期间应用口服避孕药抑制卵泡发育，能够减少化疗对卵巢的损害，依据是化疗药物损伤卵巢的机制和口服避孕药的作用机理，即通过雌孕激素负反馈抑制下丘脑．垂体一卵巢轴，从而抑制卵泡发育，储存原始卵泡，保护卵巢储备功能，减少卵巢损伤。相关研究也证实口服避孕药能够降低及预防化疗对卵巢的损伤，促进化疗后卵巢功能甚至是生殖功能的恢复。但也有学者持不同观点，结论尚有争议。本研究旨在探讨化疗期间应用口服避孕药能否保护卵巢功能，以确定口服避孕药的有效性。 目的 本文采用阴道涂片法监测大鼠动情周期，放射免疫法和组织切片法，检测大鼠血清雌二醇(E2)水平、卵泡刺激素(FSH)水平、卵巢重量及卵泡数量，并通过统计学分析，比较实验前后各组实验指标变化，探讨口服避孕药在化疗期间有否起到保护卵巢的作用及其相关机制。 材料与方法 1．SPF级近交系雌性Wistar大白鼠，3月龄，体重1 809～2009。喂食SPF级鼠饲料及净化水，室温20℃~25℃，相对湿度450／0-．55％，每日光照12h，饲养1周熟悉环境后，每日清晨9：00行阴道细胞涂片，显微镜下观察动情周期，选用有正常动情周期的大鼠进入实验。口服避孕药(OC>．—-．达英一35(35pg炔雌醇／2mg醋酸环丙孕酮)。环磷酰胺(CTX)，规格0．29x10支。 2．动物实验：75只Wistar雌性大鼠随机分为5组： ①空白对照组：不予任何药物处理； ②CTx组：负荷剂量50 mg／kg腹腔注射，之后8 mg／(kg·d)腹腔注射，连续14d； ③oc组：8．7599炔雌醇／0．5mg醋酸环丙孕酮(溶于lml生理盐水)，灌胃，连续25d； ④联合治疗I组：同时给予CTX和OC，连续15d，给药方法同②、③组； ⑤联合治疗II组：先连续10d给予OC灌胃，用药剂量同③组；第11d起加用CTX，给药方法、时间及剂量同④组。3．采用阴道涂片法监测大鼠动情周期，放射免疫法测定E2、FSH浓度。所有卵巢标本均经石蜡包埋，连续切片，苏木素．伊红(HE)染色。 从实验开始到结束，各组大鼠每天行阴道涂片，并于给药结束前，每隔5天(相当于大鼠1个正常动情周期)，于动情间期测定各组E2、FSH浓度；停药后第15、30天(相当于3及6个正常动情周期)，测定各组E2、FSH浓度。另外，停药当天、第15、30天，分别处死各组1／3大鼠，比较卵巢重量、卵泡数量变化。 4．统计学处理采用SPSSl0．0软件包检验分析，数据以均数士标准差表示，采用的具体统计学方法有单向方差分析、重复测量、析因分析，两两比较采用SNK及LSD法，所有结果均P<0．05具有统计学意义。 数据记录与结果分析 1．各组大鼠E2、FSH浓度及动情周期变化 (1)大鼠E2、FSH行重复测量分析，分别比较各组、各时间点E2、FSH，分析差异是否有统计学意义，实验分组和时间是否有交互作用。 (2)空白对照组：于动情间期测定E2和FSH。观察阴道涂片是否呈正常大鼠的动情周期改变。 (3)CTX组：观察从给药第5天至实验结束，E2和FSH的变化情况，与同期其余4组E2、FSH分别比较，并分析计算差异是否有统计学意义。记录阴道涂片该组大鼠在给药的第几天出现持续不排卵现象，停药多少天后恢复正常动情周期。 (4)OC组：观察并比较从给药第5天至停药第15天，以及停药第30天，该组E2、FSH浓度与同期空白对照组的高低，计算差异是否有统计学意义。记录阴道涂片该组大鼠在给药的第几天出现持续不排卵现象，停药多少天后恢复正

给药剂量换算93476

一.我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一种方法为查文献，参考别人使用的剂量。 有时有现成的，可直接用。 有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。 二．不同动物给药剂量的换算： 1.折算系数法： A.根据徐叔云教授主编的《药理实验方法学》中人和动物体表面积比值剂量表。 对此表说明：a.此表所得到的比值是根据体表面积计算出来。 b.所有的比值都是根据点对点的关系计算出来的，即质量完全按照蓝色数字计算出来的，如果质量有所改变时，对比值将会造成一定的偏差。 c.表中数据的值=横栏动物的重量*给药剂量/竖栏动物的重量*给药剂量。 d.给药剂量一般用mg/kg为单位，对于临床给药剂量有时单位为每天服用Xmg，要进行单位转换。如：质量为70kg的人每天服用50mg药物，应该如下转化：50mg/70kg= 0.7mg/kg B.根据上表进行剂量换算的方法：

如：人的临床剂量为Xmg/kg,换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg× 0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. C.以上述方法类推可得到其他动物与人的剂量换算关系，如下表： D. 2.体表面积法： A.原理：根据能量代谢原理，人和动物的向外界释放的能量与体表面基本成正比的关系。很多研究指出：基础代谢率、热卡、肝肾功能、血药浓度、血药浓度_时间曲线的曲线下面积（AUC）、肌酐（Cr）、Cr 清除率、血液循环等都与体表面积基本成正比，因此按照动物体表面积计算药物剂量比体重更为合理。 B.转换的公式为：a动物的体表面积/b动物的体表面积=a动物的给药剂量/b动物的给药剂量。 如： C.体表面积=体型系数*体重2/3. 各动物的的体型系数如下表：（认为可能根据一定的经验数据总结出来） D.计算举例： 体重为70kg人的临床剂量为Xmg/kg,换算成200g大鼠的剂量： 人的体表面积为：＝0.1×(70)2/3=1.722 大鼠的体表面积＝0.09×(0.2)2/3=0.0306 体表面积比（大鼠／人）＝0.0306/1.722=0.0177~~=0.018（折算系

动物实验室设计规范

动物实验室的设计布局是规范工作流程和人员、动物、物品等相互关系和移动，并确保实验室安全，此外，对形成屏障结构具有重要意义。本文将从三个防护区（外围防护区、建筑防护区、饲养防护区）和四条控制路线（人员控制路线、动物控制路线、物料控制路线、废物控制路线）等方面详细介绍。 动物实验室 1.外围防护区 外围防护区主要指建筑外围的区域。鉴于实验动物饲养的特殊性，外围可能需要设监控设备、人员进出的控制、卫生防护带等。如果设施内从事涉及高致病性病原微生物的动物实验活动，须考虑设施的安保要求，以及一旦发生意外事故后对周围控制区域、疏散和救援的需求。外围的防护主要通过设置栅栏、围墙等方式实现。鉴于景观的需求，使用栅栏更显人性化。栅栏不应低于2米，栏杆的间距不大于10厘米，栏杆要坚固、易于清洁。 此外，需要设置照明系统、报警系统和视频监控系统，更高级别的防护包括地下的电磁场报警、红外线报警和运动物体报警、低压电击等措施。防护区内一般不布置绿化，以免影响监控，同时也可减少昆虫、老鼠等。为保证正常的外来服务，如邮件、送货、访客等，通过风险评估决定是否需要建设安检、特殊通道、中转站等措施。对控制区域应设置警示牌，避免无意闯入。对防护要求高的设施，应保证外来车辆不能靠近设施，距离保持至少30米。在外围防护区，宜设专用的外部人员和车辆入口。

2.建筑防护区 建筑防护区主要指动物实验室所在的建筑。建筑内有动物设施和其它设施之分，其它设施可以与动物设施有关，也可以无关;动物设施可以就是建筑的主体，也可以是其部分。需要考虑的主要问题是动物设施环境与建筑物内其它区域环境的相互隔离与相互关系，人员、动物、物料和废物的进出路线。使用时，动物设施及其相关的设施宜集中布置，从事感染动物活动的设施需要单独布置。建筑除主入口外，要考虑设置动物、大型设备和废物的出口和入口。 出于安全考虑，必须评估和明确对门窗的性能要求。在合理控制数量的前提下，对门窗的大小、形状、耐冲击能力、耐火性、保温性、光学特性等均要有要求。可能的风险来自于异常的气候、自然灾害、人为破坏、设备异常等，如，通风系统的异常可造成室内压力急剧变化，造成门窗损坏。 3.饲养防护区 饲养防护区设施基本的形态是由入口、走廊(或通道)、功能间和出口组成。走廊是连接各功能区的纽带，各种通道发挥快捷、隔离、消毒等作用。实验动物设施的特点是不相容的因素多，需要利用走廊和通道对不相容的因素作合理的安排。走廊的形式包括双走廊、单走廊、U型走廊、环廊等。设施内部的安排应根据工作流程和利于控制风险的原则确定，此外，还要考虑工程可行性和日常维护的方便性，可以组成相对独立的单元。 1.人员控制路线 进出动物实验室的人员主要包括动物管理人员、动物实验人员和清洁人员。此外，还有送货人员、维护人员、来访人员、检查人员、安保人员等。为保证各类人员的进出有序，需要合理设计路线和设置不同级别的物理限制。人员的移动具有主动性，可以到达任何区域，要通过SOP和物理控制措施管理人员的移动。

动物心梗实验设计方案

联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项 MicroRNA-378(miR-378)在心肌肥厚中的研究 一、实验原理： microRNA(miRNA)是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基，能通过与靶mRNA3’非翻译区(3’UTR)互补配对，使其翻译受到抑制，从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用。miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关。本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚，然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA 的变化。 二、实验目的： 通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。 三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只，SPF级别），异丙肾上腺素（ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。 3.1 分组及造模 3.1.1采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只，分别为对照组、ISO处理组、NE组。 3.1.2 ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。 NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。

对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。 3.2检测造模是否成功 3.2.1高频超声检测 分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10％水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定，将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA-6000超声诊断仪，频率为7.5 MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。左室射血分数(EF，%)、左室短轴缩短率(FS，%)、计算左室左室长轴切面，图像深度调至3.0 cm，由二维超声引导，将M型超声取样线置于二尖瓣腱索水平，垂直于室间隔及左室后壁，经M型超声曲线进行测量，每一超声测定值取3个连续心动周期测量均值。超声测量指标：舒张末期及收缩末期室间隔厚度(IVSTd，IVSVTs)、舒张末期及收缩末期左室后壁厚度(LVPWTd，LVPWTs)、舒张末期及收缩末期左室内质量(LVM，mg)。 3.2.2大鼠心肌质量指数的测定 称取大鼠体质量（body weight, BW），摘眼球取血备用，脱颈椎处死，快速打开胸腔取心脏，去除心房组织，分离左、右心室，生理盐水漂洗去血，用滤纸吸干表面水分，电子天平准确称取左心室质量（left ventricle weight, LVW）和全心质量（heart weight, HW）。计算左心室质量与体质量的比值（LVW/BW）、全心质量与体质量的比值（HW/BW），分别记为左心室质量指数（left ventricular weight index , LVWI）和全心质量指数（heart weight index, HWI）。 3.2.3心肌细胞横断面面积测定 每组随机取3只大鼠，取左心室中段，10%福尔马林液固定的心肌组织经乙