急性毒性试验
实验一急性毒性试验(Acute Cytotoxicity T est)
一、实验目的：
了解生物材料急性毒性的含义，掌握急性毒性试验的基本方法。
二、实验原理：
医学上通常指的急性毒性试验是对药物而言的，并以半数致死量（median lethal dose, LD50）来衡量药物急性毒性的大小。所谓LD50是指某一药物使试验动物总体死亡一半的剂量，由于LD50是剂量反应曲线上最敏感的一点，而且有易测、准确和重复性好的优点，以此作为药物使用的安全指标。但对于生物材料而言，它与药物在体内的反应机理不同，大多数生物材料不能计算LD50，所以在试验过程中，通过对实验动物进行动物静脉或腹腔注射试验材料或其浸提液来观察实验动物体重在24、48和72h的变化、运动、呼吸状态以及死亡情况作为评价的指标，判定某种生物材料的急性毒性作用。
三、实验对象：小鼠
四、实验器材和药品：
聚甲基丙烯酸羟乙酯（PHEMA），蒸馏水，生理盐水（0.9％），注射器（1ml），量筒（10ml），小烧杯（50、100ml），高压消毒器。
五、实验步骤：
1．浸提液制备：
按评价标准裁剪试样，选择适当浸提温度制备浸提液。
2．将10只体重在17～23g间的健康、未做过其他实验的小鼠随机分为实验组和对照组，每组5只。
3．将浸提液按每公斤小鼠体重注射50ml于实验组小鼠尾静脉（50ml/kg），用生理盐水按同样方法作空白对照。
4．记录试样表面积和使用浸提液的容量；记录注射后24h、48h、72h两组小鼠的体重，观察其各种生物学反应情况。
六、评价方法：
1．注射后动物反应观察指标：
2．结果判断标准：
2．1 在72h观察期内，注射材料浸提液的动物反应不大于对照组动物，则认为该材料符合急性毒性试验要求。
2．2在72h观察期内，注射材料浸提液动物中有2只以上出现轻度毒性症状或仅1只动物出现明显毒性症状死亡，或实验组5只动物的体重均下降，即使无其他中毒症状都要进行重复试验。
2．3 重复试验的动物数量应加倍，即每组需10只小鼠。浸提液应该重新制备。重复试验若符合2．1 项要求，则认为该材料合格。
2．4 如实验组动物有2只以上发生死亡或3只以上出现明显毒性症状或动物普遍出现进行性体重下降，则不需要重复试验，可认为该材料不符合急性毒性试验要求。
附：小鼠静脉注射方法
小鼠的尾部有三条静脉，一般采用两侧的静脉。把动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管邓物代替固定器）。拔去尾部静脉走向的毛，置尾巴于40～500C 温水中浸泡几分钟，或用75％乙醇棉球反复擦抹，使尾部血管扩张。行尾部注射时，尽量采用与尾部平行的角度进针，抽吸法不能验证是否穿刺成功，开始注药时应尽量缓慢，仔细观察，如果有白色皮丘出现，说明未刺入血管，应重新向尾部方向移动针头，再次穿刺，直至注射时无皮丘出现，才能正式注射药物，有时在注射药物的同时可见静脉血被进去的药物向前推进。
实验二致热源试验(hypersusceptibility test)
一、实验目的：
掌握致热源实验的基本方法。
二、实验原理：
致热源试验是通过被测材料或其浸提液注入实验动物体内，若浸提液存在热源物质，作用于单核细胞、巨噬细胞等靶细胞后，促使其产生内出性热源，作用于丘脑体温调节中枢，使动物体温上升，因此，观察动物的体温变化可用来判断该材料或其浸提液中所含热源量是否符合人体的要求。
三、实验对象：兔
四、实验器材和药品：
硅橡胶、蒸馏水、生理盐水（0.9℅）、注射器（50ml）、烧杯(150ml)、量筒（100ml）、高压消毒器、体温计（肛测）。
五、实验步骤：
1．浸提液制备：
1.1将所有与浸提液接触的容器、量器等玻璃器皿均应先置于干燥箱内250℃加热30min，或180℃加热2h去除热原物质。
1.2 浸提液所用灭菌0.9℅生理盐水应是热原检查合格者，试样浸提前应用同一批号灭
菌的0.9℅生理盐水溶液冲洗3次。
1.3 按评价要求裁剪试样，选择适当的浸提温度获得浸提液。
按评价标准裁剪试样，先用清水洗净，再用蒸馏水冲洗三次，用生理盐水冲洗一次，置于烧杯中，按试样与浸提介质比例注入适量的生理盐水，封口。
2．实验前的准备：
2．1 实验动物的选择：
选用健康、成年的新西兰兔，体重2.5～3.0kg。
2．2 对实验动物试验前的要求：
试验前应对试验动物进行体温测量，在体温测量前7日应在同一条件下使用同一饲料进行喂养，使其在此期间体重不减轻，精神、食欲、排泄等不应有异常现象。
在试验前1～2日，应让试验用兔尽可能处于同一温度环境中，饲养室和试验室的温度也尽可能相同。在试验过程中，应注意温度变化不得太大，应避免兔躁动并停止给食2h以上。
2．3 实验动物的体温测量：
在实验前7日内预测体温，每隔1h测量体温一次，共测4次，4次体温均在38.3～38.60C 之间，最高和最低的体温差数不超过0.40C。
2．4 体温测量方法和时间：
选用肛温计测量直肠内温度，肛温计插入深度一般约为6cm左右，时间5～10min。
3．试验过程：
3．1选用3只符合要求的试验兔，测定其正常体温后15min内，自耳静脉缓慢注入试验材料浸提液，剂量为10ml/kg，液体温度为370C。
3．2 注射后每隔1h测量兔体温1次共测3次，以3次体温中最高的一次减去正常体温，即为该兔的升高度数。
六、结果判断标准：
1．在试验的3只试验兔中，体温升高均在0.60C以下，并且体温升高总度数在1.40C 以下，则认为试验材料浸提液符合热源检查要求。
2．若3只试验兔中仅有1只体温升高0.60C或0.60C以上，或3只试验兔体温均低于
0.60C，但升高总数在1.40C或1.40C以上时，应另取5只兔复试。在复试的5只兔中，体温
升高0.60C或0.60C以上的总数仅有1只,，并且初复试合并8只试验兔的体温升高总数不超过3.50C时，则认为试验材料浸提液符合热源检查要求。
3．若初试的3只试验兔中，体温升高0.60C或0.60C以上的兔数超过1只时,或在复试的5只试验兔中，体温升高0.60C或0.60C以上的兔数超过1只时,或在初复试合并8只兔的体温升高超过3.50C，均认为试验材料浸提液不符合热源检查的要求。
4．将所有温度下降的反应都计为无温度上升。
注：兔正常体温为39.0(38.5～39.50)℃
附：兔耳静脉注射方法
兔一般采用耳缘静脉。兔耳中央为动脉，内外缘为静脉。内缘静脉不易固定，很少选用。外缘静脉表浅易固定，常用作注射部位。注射时先拔去注射部位的皮毛，用手指弹动或轻柔兔耳，使静脉充盈。左手示指和中指尖夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，环指及小指垫在下面，右手持注射器靠远心端刺入静脉，针头朝向近心端。当穿刺成功后，移动拇指于针头上，将兔耳与针头牢固捏在一起，放松示指和中指，将药注入后，拔出针头，用手指压迫针眼直至不流血为止，不可用中央动脉注射药物，以免药物损伤兔耳。
实验三皮内刺激试验（S timulation in Skin T est）
一、实验目的：
掌握皮内刺激试验的基本操作。
二、实验原理：
本实验通过皮内注射生物材料的浸提液，观察局部皮肤反应以评价生物材料浸提液是否具有潜在的非特异性急性刺激作用。该试验为一高敏感性试验，可广泛用于评价与人体各部分接触的生物材料的可沥滤物质非特异性急性毒性作用。通常采用试验材料或其浸提液在动物或人体合适的部位进行试验，按试验部位形成的红斑、疤痕和水肿程度来衡量材料的刺激性。
三、实验对象：家兔
四、实验器材和药品：
聚甲基丙烯酸甲酯(PMMA)，蒸馏水，生理盐水，蓖麻油，注射器（2ml）、烧杯（50ml）五、实验步骤：
1．浸提液制备：
2．实验动物的选择和要求：
2．1 健康家兔，不限性别，体重2.0～2.5kg，皮肤光滑，无任何皮肤疾病或损伤，未做过任何实验。
2．2 在实验过程中应精心喂养和护理，条件环境基本稳定。
2．3 本实验需要3只兔子，若实验结果可疑，则需要重复实验。
3．实验方法：
3．1 以脊柱为中线，两侧剪剃兔毛25cm10cm大小，注意剪剃过程中避免造成任何损伤。
3．2 清洁暴露的皮肤，酒精消毒。在一侧选择十个点，没点间隔2cm，5个点注射生理盐水浸提液，另5个点注射空白对照液。同法在另一侧选择十个点，5个点注射植物油浸提液，另5个点注射植物油空白对照液。各点注射剂量为0.2ml。
4．结果观察和记分：
4．1在注射后立刻、24、48、72h观察每隔注射部位及周围组织反应，包括充血、肿胀、坏死等。
4．2皮内刺激反应记分标准：
六、结果评价标准：
1．每只动物对材料的原发刺激指数（PⅡ）：
各时间段反应总分
PⅡ＝————————————
观察总数
2．平均原发刺激指数（A PⅡ）：
所有动物的PⅡ
A PⅡ=————————————
实验动物总数
3．根据计算结果，0.0～0.4分为无刺激，0.5～1.9分为轻度刺激。2.0～4。9分为中度刺激，5.0～8.0分为强刺激。
附一：脱毛剂配方
1．硫酸钠8g溶于100ml水中。
2．硫酸钠3份，肥皂粉1份，淀粉7份，加水调成糊状。
3．硫酸钠1g，生石灰15g，加水100ml。
（配方1、2适用于家兔和齿类动物脱毛，配方3适用狗脱毛）
附二：脱毛方法
用脱毛剂前，要剪去他们部位的被毛，以节省脱毛剂。切不可用温水浸润被毛，否则脱毛剂会顺被毛流入皮内毛根深处，损伤皮肤。动物应放在凹型槽等容器内，以免脱毛剂及洗毛水四处流淌。用镊子夹棉球或纱布团蘸脱毛剂涂抹在已剪去被毛的部位，等3～5min 后，用温水洗去脱下的毛和脱毛剂。操作时动作应轻，以免脱毛剂沾在实验操作人员的皮肤粘膜上，造成不必要的损伤。
附三：皮内注射方法：
固定动物的方法和注射部位与皮下注射相同。即操作者用左手将动物轻轻压在实验台面上，将其颈背或侧腹部皮肤提起，用皮试针头穿刺，针头进入皮肤浅层，不能左右摆动时，即表明针头在皮内。回抽无回流后，仔细将药物注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘。拔针时左手拇、示指捏住进针部位数分钟，以防止药物外漏。
实验四溶血试验（Hemolysis T est）
一、实验目的：
了解溶血的基本概念和溶血试验的基本原理，掌握检测试样材料对血液红细胞的溶血作用及方法。
二、试验原理：
溶血是指血液中的红细胞遇到相应的抗体（例如溶血素）而特异结合耳形成抗原复合
物，该复合物可使得红细胞溶解，这种现象就叫做溶血。
对于生物材料，特别是与血液接触的生物材料，在体内是一种异体物质，当与血液接触时是否会使红细胞造成损伤，使红细胞溶解，即是否有溶血作用，溶解程度如何？通过本实验对被检测的生物材料或其浸提液进行体外试验，以此来对该生物材料的体外溶血性进行评价。
三、实验器材和药品：
硅橡胶，聚氯乙烯，NaCl溶液（0.9％），草酸钾（2％），兔血，离心机，水浴箱，分光光度计，小试管，吸管，比色皿
四、实验步骤：
1．制备新鲜抗血凝兔血：
由新采的兔血20ml加2％草酸钾1ml制成新鲜抗血凝兔血。
2．稀释新鲜抗血凝兔血：
取新鲜抗血凝兔血8ml，加0.9％NaCl溶液10ml稀释。
3．称取试样，每份5g，共三份。
4．将试样裁成50mm×30mm小条，先用自来水冲洗，再用适量蒸馏水摇洗2次，每次约1min，沥干，置于试管内，加入0.9％NaCl溶液10ml，置于37水浴箱保温30min。再加入稀释兔血0.2ml，轻轻混匀，再在370C水浴箱中继续保温60min。
5．取出试管，用离心机离心5min（750g，2500r/min）.
6．阳性对照用10ml蒸馏水加稀释兔血0.2ml，阴性对照用10ml 0.9％NaCl溶液加稀释兔血0.2ml，保温条件与上述试管相同。
7．分别吸取上清液移入比色皿中，用分光光度计在545nm波长处测定吸收度。
8．如阴性对照管的吸收度大于0.03，此次试验应放弃。阳性对照管的吸收度值为0.8±0.3。
五、结果计算：
试样的溶血程度用％表示，其计算公式如下：
D t－D nc
—————×100％
D pc－D nc
D t―――试样吸收度
D nc―――阴性对照吸收度
D pc―――阳性对照吸收度
七、结果评价标准：
1．各试管和对照管的吸收度应取三管的平均值。
2．材料的溶血率≤5％，则表明材料符合生物材料溶血试验要求，若溶血率>5％，则预示该材料有溶血作用。
附：一、兔耳缘静脉穿刺采血法
操作同兔耳缘静脉给药法相同。穿刺前壳用二甲苯或乙醇使耳部血管充分扩张，穿刺成功后即可抽血。针头可不连接注射器，直接让血液滴在有抗凝剂的容器内。
二、兔耳中央动脉采血法
经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，每次可采到约15ml血，操作方法基本与静脉采血法相同。有动脉末端，顺向心方向进针，穿刺成功可见动脉血进入针管。取血完毕后注意止血。虽然穿刺前兔耳血管已充分扩张，但在穿刺过程中动脉常发生较长时间的痉挛性收缩，这时可稍等一下，待动脉重新舒张后再抽吸。进针部位从中央动脉末端开始，不要在近耳边根取血，因耳根部软组织厚，血管略深，易穿透血管导致皮下出血。
实验五凝血试验 (blood test)
一、实验目的：
通过测定涂于试管内壁的试验材料与血液接触，以判断该材料对全血凝固时间的影响。
二、实验原理：
血液凝固过程是一种发生在血浆中由许多凝血因子参加的生化酶促反应，结果是使血液由液体状态变成胶冻状态。血液凝固可分为内源性凝血和外源性凝血。内源性凝血是指参加凝血过程的凝血因子全部存在于血浆中，即血管内凝血；外源性凝血是指在组织因子参与下的血凝过程。本实验采用兔颈总动脉放血的方法取血，血液几乎未与组织因子接触，因此，凝血过程主要由内源性凝血系统所发动的。
三、试验血源：新采取的兔血
四、实验器材和药品：
注射器，试管，小烧杯，水浴箱，10％氨基甲酸乙酯溶液，肝素，
五、实验步骤：
1．试材制备：
1．1将肝素涂于10mm×10mm玻璃试管内壁，涂好后经环氧乙烷消毒。
1．2将玻璃试管和涂有硅油的玻璃试管作为对照管。
2．采取新鲜兔血：
用氨基甲酸乙酯溶液（1g/kg）将兔麻醉，仰卧位固定于手术台上。然后分离一侧颈总动脉，上端用线结扎阻断血流，下端夹上动脉夹，在动脉正中剪一小口，插入细塑料管，结扎插管备用取血用。
3．用注射器抽取兔血3ml，立即启动秒表记时。
4．弃去针头，沿试管壁注入血液1ml，共三管，并置于37℃水浴箱内。
5．取血4min后，每隔30s将试管倾斜（约30）一次，依次观察1，2，3管，直至第3管血液成为凝胶状（倾斜至90）不再流动为止，记下所经时间即为凝血时间。
六、结果评价标准：
凝血时间延长12－15min，表示试材与玻璃相比有显著性差异。
实验六动态凝血试验 (dynamic blood test)
一、实验目的：
使涂于玻璃表面的试样与血液接触，测定游离血红蛋白的光密度值，动态的观察试样对凝血时间的影响。
二、实验原理：同实验五。
三、实验血源：
新鲜ACDL血（1：4）
四、实验器材和药品：
医用聚醚聚氨酯，聚氯乙烯，0.2mol/l氯化钙溶液，10％甲基硅油，微量进样器，移液管，秒表，分光光度计。100ml烧杯，100ml量杯，玻璃表面皿（直径>2cm），
五、实验步骤：
1.试样制备：
1.1 分别将医用聚醚聚氨酯，硅橡胶，聚氯乙烯试样均匀、光滑地涂于玻璃表面皿凹面中心，涂后封存，避免灰尘与其相互间的摩擦。
1.2 用10％甲基硅油制成涂硅玻璃表面皿，空白玻璃表面皿作参比对照。
2.每组表面皿，按设计的时间间隔顺序编号，按需要增减，一般8～10个。
3.用2ml刻度吸管于每个表面皿加入0.2mlACDL血。
4.依次于每份血内加0.2mol/L的氯化钙溶液25ul，玻棒混匀，同时开动秒表。
5.按预定时间对每一顺序编号的表面皿分别用100ml蒸馏水流注于血液表面，收集流注液。
6.用分光光度计在540nm波长测定每份流注液所剩余游离血红蛋白光密度值。
7. 将测得数值绘制动态凝血时间曲线。
六、结果评定标准：
1.试验组与对照组均规定OD< 0.1为初凝时间，OD< 0.01为全凝血时间。
2试样与对照组的吸光度均取3管流注液的平均值。
3. 将试验结果绘制成表和曲线图。曲线呈缓慢向下倾斜且经历时间长，表示抗凝血性能优，曲线呈急陡向下倾斜且经历时间短，表示抗凝血性能劣。
暨南大学本科实验报告专用纸
课程名称生物材料评价学成绩评定
实验项目名称指导教师
实验项目编号实验项目类型实验地点
学生姓名学号2007055094
学院生命科学技术学院系生物医学工程专业生物医学工程实验时间2010 年11月30日下午～月日午温度℃湿度
急性毒性(GB20592-2006)
化学品分类、警示标签和警示性说明安全规范急性毒性 GB20592-2006 化学品分类、警示标签和警示性说明安全规范急性毒性Safety rules for classification，precautionary labeling and precautionary statements of chemicals-Acute toxicity 前言 本标准第4章、第6章、第7章、第8章为强制性的，其余为推荐性的。 本标准与联合国《化学品分类及标记全球协调制度》(GHS)的一致性程度为非等效，其有关技术内容与GHS中一致，在标准文本格式上按GB／T 1.1—2000做了编辑性修改。 本标准由全国危险化学品管理标准化技术委员会(SAC／TC251)提出并归口。 本标准负责起草单位：天津出入境检验检疫局。 本标准参加起草单位：中国疾病预防控制中心、中化化工标准化研究所、浙江出入境检验检疫局。 本标准主要起草人：王利兵、李宁涛、尚为、冯智颉、刘绍从、张园、陈文。 本标准自2008年1月1日起在生产领域实施；自2008年12
月31日起在流通领域实施，2008年1月1日～12月31日为标准实施过渡期。 化学品分类、警示标签和警示性说明安全规范急性毒性 1 范围 本标准规定了化学品引起的急性毒性的术语和定义、分类、判定流程、类别和警示标签、类别和标签要素的配置及警示性说明的一般规定。 本标准适用于化学品引起的急性毒性按联合国《化学品分类及标记全球协调制度》的危险性分类、警示标签和警示性说明。 2 规范性引用文件 下列文件中的条款通过本标准的引用而成为本标准的条款。凡是注日期的引用文件，其随后所有的修改单(不包括勘误的内容)或修订版均不适用于本标准，然而，鼓励根据本标准达成协议的各方研究是否可使用这些文件的最新版本。凡是不注日期的引用文件，其最新版本适用于本标准。 GB 6944—2005 危险货物分类和品名编号 联合国《化学品分类及标记全球协调制度》(GHS) 联合国《关于危险货物运输的建议书规章范本》 3 术语和定义 急性毒性acute toxicity 经口或经皮肤摄入物质的单次剂量或在24 h内给与的多次剂量，或者4 h的吸入接触发生的急性有害影响。
小鼠的急性毒性试验
五种农药对小鼠的急性毒性试验 绪论 随着现代农业的飞速发展，农药的应用越来越广泛，在农林作物的病虫防治中,农药一直发挥着巨大作用,尤其是本世纪60-70年代,人们大量使用农药,几乎使粮食产量增长一倍,但随着农药长期的、大量的、不合理的使用,导致了对环境的严重污染并对人体健康产生极大的影响。它们对动、植物和人类的危害越来越严重。一方面它们可以直接进入生物体内引起急性、慢性中毒和畸变，同时还通过径流、排污、挥发等途径进入土壤、大气和水体，引起各种生态环境下生物的死亡，并通过食物链的富集影响人类的食品安全。目前，因农药使用与管理失控而引发的一系列水域环境污染以及食品安全等问题，已引起政府相关部门和业内学者的广泛重视。当前，随着有机氯农药的禁用，菊酯类和有机磷类等成为我国目前使用较广泛的农药。 《中华人民共和国农药管理条例》指明，农药是指用于预防、消灭或者控制危害农业、林业的病、虫、草和其他有害生物以及有目的地调节植物、昆虫生长的化学合成物或者几种物质混合物及其制剂。农药残留是指农药使用后残存于环境、生物体和食品中的农药及其衍生物和杂质的总称。动植物在生长期间、食品在加工和流通中均可受到农药的污染，导致食品中农药残留。 相关报道表明，农药利用率一般为10%，约90%的残留在环境中，过多地使用农药，大量未被利用的农药经过降雨、农田渗滤和水田排水等进入水体，同时，还有大量散失的农药挥发到空气中，最后汇入水域，沉降积淀在土壤中，通过农作物吸收和食物链进入人体进行累积，并对人体健康造成危害。目前中国一些食品，如茶叶、大米、肉、蛋等食品中农药残留量常超过规定标准，过多的残留量对人体健康会造成危害。为此，论述农药残留对人体健康的危害效应及其毒理机制和防治措施，以期对防治食品中农药残留对人体健康的危害提供理论依据。 在哺乳类实验动物中，由于小鼠个体小，饲养管理方便，生产繁殖快，质量控制严格，价廉可以大量供应，又有大量的具有各种不同特点的近交品系，突变品系，封闭群及杂交一代动物，小鼠实验研究资料丰富参考对比性强；更重要一点乃是全世界科研工作者均用国际公认的品系和标准的条件进行试验，其实验结果的科学性、可靠性、重复性高，自然会得到国际认可。 本文以百草枯、甲氰菊酯、乐果、草甘膦和敌敌畏五种常用农药为实验材料, 检测了它们对
实验二 经口急性毒性试验
毒理学实验二经口急性毒性试验 一、实验目得 1、掌握实验动物分组方法 2、测定LＤ５０得试验设计原则 3、小鼠得经口灌胃技术 二、试剂与材料 1、实验动物: (1)动物品种:健康成年IＣR小鼠,体重18g～22g (2)样品来源:首都医科大学实验动物部 2、器材:注射器(1ml)、灌胃针头、烧杯、吸管、容量瓶、烧杯、棉签、动物秤。 3、试剂:敌敌畏(1400mg/ｍｌ)、苦味酸染液(标记用)。 三、实验内容 1、健康实验动物得选择与性别鉴定 选择健康得雄性小鼠(健康标准:毛顺、毛顺、无分泌物、反应敏锐。动物出现圆圈动作可能为中耳炎,废弃。) 肛门与生殖孔距离:大者为雄性,小者为雌性 2、实验动物称重、编号与随机分组 选择体重在1８-22 g得小鼠,采用随机分组得方法(动物按体重分为几个体重段,再从每个体重段分出各组动物),每组10只小鼠,用黄色得苦味酸饱与液标号１ ~9,10号小鼠不标记、 3、受试化学物溶液得配制 (1)确定灌胃量:0、１mｌ/10ｇ (2)确定最高给药量,计算溶液浓度,估计给药总体积 (3)药品称量及稀释 4、小鼠灌胃技术 左手固定,右手持灌胃器,插入动物口腔,沿咽后壁徐徐插入食道,深度为口腔至剑突得距离。 5、毒性体征得观察与LＤ５０计算 (１)毒性体征得观察: 染毒后注意观察小鼠中毒得发生、发展过程及死亡数与死亡时间 按表格记录动物体征及出现时间,记录死亡情况及时间,观察期为３0 min （2）ＬD５０得计算: ａ、实验各组剂量得确定:设5组,每组雌雄动物各10只。 剂量组距 d 为: ｄ为相邻两个剂量组剂量对数之差 利用lgLD０依次加d,取反对数,即可得出各组剂量。 b、LD5０得计算(见附件):
急性毒性试验
试验目的：急性毒性试验是在24小时内给药1次或2次（间隔6-8小时），观察动物接受过量的受试药物所产生的急性中毒反应，为多次反复给药的毒性试验设计剂量、分析毒性作用的主要靶器官、分析人体过量时可能出现的毒性反应、I期临床的剂量选择和观察指标的设计提供参考信息等。 一、啮齿类动物单次给药的毒性试验 （一）试验条件 1.动物品系：常用健康的小鼠、大鼠。选用其他动物应说明原因。年龄一般为7-9周龄。同批试验中，小鼠或大鼠的初始体重不应超过或低于所用动物平均体重的20%.实验前至少驯养观察1周，记录动物的行为活动、饮食、体重及精神状况。 2.饲养管理：动物饲料应符合动物的营养标准。若用自己配制的饲料，应提供配方及营养成分含量的检测报告；若是购买的饲料，应注明生产单位。应写明动物饲养室内环境因素的控制情况。 3.受试药物：应注明受试药物的名称、批号、来源、纯度、保存条件及配制方法。 （二）试验方法： 由于受试药物的化学结构、活性成分的含量、药理、毒理学特点各异，毒性也不同，有的很难观察到毒性反应，实验者可根据受试药物的特点，由下列几种实验方法中选择一种进行急性毒性试验。 1.伴随测定半数致死量（LD50）的急性毒性试验方法。 2.最大耐受剂量（MTD）试验方法：最大耐受剂量，是引起动物出现明显的中毒反应而不产生死亡的剂量。 3.最大受试药物量试验方法：在合理的浓度及合理的容量条件下，用最大的剂量给予实验动物，观察动物的反应。 4.单次口服固定剂量方法（Fixed-dose procedure）。选择5、50、500和2000mg/kg四个固定剂量。 实验动物首选大鼠，给药前禁食6-12小时，给受试药物后再禁食3-4小时。如无资料证明雄性动物对受药试物更敏感，首先用雌性动物进行预试。根据受试药物的有关资料，由上述四个剂量中选择一个作初始剂量，若无有关资料作参考，可用500mg/kg作初始剂量进行预试，如无毒性反应，则用2000mg/kg 进行预试，此剂量如无死亡发生即可结束预试。如初始剂量出现严重的毒性反应，那就用下一个挡次的剂量进行预试，如该动物存活，就在此两个固定剂量之间选择一个中间剂量试验。每个剂量给一只动物，预试一般不超过5只动物。每个剂量试验之间至少应间隔24小时。给受试药物后的观察期至少7天，如动物的毒性反应到第7天仍然存在，尚应继续再观察7天。 在上述预试的基础上进行正式试验。每个剂量最少用10只动物，雌雄各半。根据预试的结果，由前面所述的四种剂量中选择出可能产生明显毒性但又不引起死亡的剂量；如预试结果表明，50mg/kg引起死亡，则降低一个剂量档次试验。
鱼的急性毒性试验
鱼的急性毒性试验 一、实验目的和要求： 通过本试验，熟悉和掌握鱼类急性毒性试验的设计、条件、操作步骤，以及试验结果的计算、分析和报告等全过程。 二、实验原理： 鱼类对水环境的变化反应十分灵敏，当水体中的污染物达到一定程度时，就会引起一系列中毒反应，例如行为异常、生理功能紊乱、组织细胞病变直至死亡。在规定的条件下，使鱼接触含不同浓度受试物的水溶液，实验至少进行24h，最好以96h为一个实验周期，在24h、48h、72h、96h时记录实验鱼的死亡率，确定鱼类死亡50%时的受试物浓度。鱼类毒性试验在研究水污染及水环境质量中占重要地位。通过鱼类急性毒性试验可以评价受试物仅用于测定化学物质毒性强度、测定水体污染程度、检查废水处理的有效成都，也为制定水质标准、评价环境质量和管理废水排放提供环境依据。 三、实验材料： 1.实验鱼的选择和驯养 12×6 小锦鲤鱼体长7-12cm 体宽3-5cm 体重 7-12g 不同浓度的苯酚（mg/L）0、24、48、96、192、384 2、实验仪器设备 （1）实验容器 实验容器一般用玻璃或其他化学惰性材质制成的水槽。容器体积可以根据试验鱼的体重确定，通常以每升水中鱼的负荷不得超过2g（最好为1g）。一些小型鱼类幼鱼可选择500ml 或1000ml烧杯为实验容器。容器的深度必须超过16cm，水体表面积越大越好。同一实验应采用相同规格和质量的容器。为防止鱼类跳出容器，可在容器上加上网罩。实验容器使用后，必须彻底洗净，以除去所有毒性残留物。 （2）其他 吸光光度计 3、实验用水：曝气水 四、操作步骤： 1、设置5个浓度组，1个空白对照组，选择不同浓度的苯酚（mg/L）0、24、48、96、 192、384。每个浓度放入12条小锦鲤鱼。采用直接投毒方式，将配制的苯酚溶液直接倒入水槽中，搅拌均匀。分别分为1、2、3、4、5、6组。染毒后观察其活动状况，并
实验二-经口急性毒性试验
毒理学实验二经口急性毒性试验 一、实验目的 1、掌握实验动物分组方法 2、测定LD50的试验设计原则 3、小鼠的经口灌胃技术 二、试剂和材料 1、实验动物： （1）动物品种：健康成年ICR小鼠，体重18g～22g （2）样品来源：首都医科大学实验动物部 2、器材：注射器（1ml）、灌胃针头、烧杯、吸管、容量瓶、烧杯、棉签、动物秤。 3、试剂：敌敌畏（1400mg/ml）、苦味酸染液（标记用）。 三、实验内容 1、健康实验动物的选择和性别鉴定 选择健康的雄性小鼠（健康标准：毛顺、毛顺、无分泌物、反应敏锐。动物出现圆圈动作可能为中耳炎，废弃。） 肛门与生殖孔距离：大者为雄性，小者为雌性 2、实验动物称重、编号和随机分组 选择体重在18-22 g的小鼠，采用随机分组的方法（动物按体重分为几个体重段，再从每个体重段分出各组动物），每组10只小鼠，用黄色的苦味酸饱和液标号1~9,10号小鼠不标记。 3、受试化学物溶液的配制 （1）确定灌胃量：0.1ml/10g （2）确定最高给药量，计算溶液浓度，估计给药总体积 （3）药品称量及稀释 4、小鼠灌胃技术 左手固定，右手持灌胃器，插入动物口腔，沿咽后壁徐徐插入食道，深度为口腔至剑突的距离。 5、毒性体征的观察和LD50计算 （1）毒性体征的观察： 染毒后注意观察小鼠中毒的发生、发展过程及死亡数和死亡时间 按表格记录动物体征及出现时间，记录死亡情况及时间，观察期为30 min
组数 ：各组死亡率：数相邻两组对数剂量之差：最大剂量的对数 P d :X )P P (d 21X lg 150i i k i i k LD ∑++-=)lg 96.1(lg lg 95%:1)P 1(P d lg 50501-50LD S LD ni ni LD S i i ±--=∑可信区间：实验动物数。标准误公式： （2）LD50的计算： a 、实验各组剂量的确定：设5组，每组雌雄动物各10只。 剂量组距 d 为： d 为相邻两个剂量组剂量对数之差 利用lgLD0依次加d ，取反对数，即可得出各组剂量。 b 、LD50的计算（见附件）： C 、求半数致死量的95%可信区间 四、实验过程 1、人员分工：本次实习同学分两个大组(A 组和B 组)，分别在不同实验室。每大组分5个小组，分别处理雌雄动物，每小组10只动物。 集体活动：1、 2、 3、 4、5 组各1人，进行受试物配制。 1 lg lg d 0100--=组数LD LD
实验二 经口急性毒性试验
毒理学实验二经口急性毒性试验 1、实验目的 1、掌握实验动物分组方法 2、测定LD50的试验设计原则 3、小鼠的经口灌胃技术 二、试剂和材料 1、实验动物： （1）动物品种：健康成年ICR小鼠，体重18g～22g （2）样品来源：首都医科大学实验动物部 2、器材：注射器（1ml）、灌胃针头、烧杯、吸管、容量瓶、烧杯、棉签、动物秤。 3、试剂：敌敌畏（1400mg/ml）、苦味酸染液（标记用）。 3、实验内容 1、健康实验动物的选择和性别鉴定 选择健康的雄性小鼠（健康标准：毛顺、毛顺、无分泌物、反应敏锐。动物出现圆圈动作可能为中耳炎，废弃。） 肛门与生殖孔距离：大者为雄性，小者为雌性 2、实验动物称重、编号和随机分组 选择体重在18-22 g的小鼠，采用随机分组的方法（动物按体重分为几个体重段，再从每个体重段分出各组动物），每组10只小鼠，用黄色的苦味酸饱和液标号1~9,10号小鼠不标记。 3、受试化学物溶液的配制 （1）确定灌胃量：0.1ml/10g （2）确定最高给药量，计算溶液浓度，估计给药总体积 （3）药品称量及稀释 4、小鼠灌胃技术 左手固定，右手持灌胃器，插入动物口腔，沿咽后壁徐徐插入食道，深度为口腔至剑突的距离。 5、毒性体征的观察和LD50计算 （1）毒性体征的观察：
染毒后注意观察小鼠中毒的发生、发展过程及死亡数和死亡时间 按表格记录动物体征及出现时间，记录死亡情况及时间，观察期为30 min （2） LD50的计算： a、实验各组剂量的确定：设5组，每组雌雄动物各10只。 剂量组距 d 为： d为相邻两个剂量组剂量对数之差 利用lgLD0依次加d，取反对数，即可得出各组剂量。 b、LD50的计算（见附件）： C、求半数致死量的95%可信区间 4、实验过程 1、人员分工：本次实习同学分两个大组(A组和B组)，分别在不同实验室。每大组分5个小组，分别处理雌雄动物，每小组10只动物。 集体活动：1、 2、 3、 4、5 组各1人，进行受试物配制。 各小组活动： 每小组1人（共4人），进行动物标记。（1-10号） 每小组1人（共4人），进行体重记录。（1-10号） 每小组1人（共4人），进行灌胃。（1-10号） 每小组1人（共4人），根据体重吸取受试物（0.1ml/10g）
什么是急性毒性试验
什么是急性毒性试验 急性毒性试验，其实就是一种毒性研究，当然对我们来讲对这种常识问题，很多人都不会去注重，因为毕竟不是作为学术研究的人，但是对这些常识有一些基本的常识了解，其实对我们的生活，也可以带来一定的帮助功效，下面就为大家具体介绍一下，什么是急性毒性试验。 急性毒性试验是指一次或24小时每多次染毒的试验，是毒性研究的第一步。要求采用啮齿类或非啮齿类两种动物。通常为小鼠或大鼠采用经口、吸入或经皮染毒途径。急性毒性试验主要测定半数致死量（浓度），观察急性中毒表现，经皮肤吸收能力以及对皮肤、粘膜和眼有无局部刺激作用等，以提供受试物质的急性毒性资料，确定毒作用方式、中毒反应，并为亚急性和慢性毒性试验的观察指标及剂量分组提供参考。试验概述及染毒方法 概念和实验目的 急性毒性是指机体(人或实验动物)一次(或24小时内多次)接触外来化合物之后所引起的中毒效应，甚至引起死亡。
但须指出化合物使实验动物发生中毒效应的快慢和剧烈的 程度，可因所接触的化合物的质与量不同而异。有的化合物在实验动物接触致死剂量的几分钟之内，就可发生中毒症状，甚至死亡。而有的化合物则在几天后才显现中毒症状和死亡，即迟发死亡。此外，实验动物接触化合物的方式或途径不同，“一次”的 含义也有所不同。凡经口接触和各种方式的注射接触，“一次” 是指在瞬间将受试化合物输入实验动物的体内。而经呼吸道吸入与经皮肤接触，“一次”是指在一个特定的期间内实验动物持续 地接触受试化合物的过程，所以“一次”含有时间因素。 以上就是关于急性毒性试验的内容介绍，希望通过这些介绍，每个人对这些常识，都有一定的认识和了解，虽然说很多时候在生活当中，我们运用不到，但是毕竟对这种常识有一定的了解，对自己身体的保护，也是比较有利的。
急性毒性试验[1]
实验一急性毒性试验(Acute Cytotoxicity Test) 一、实验目的： 了解生物材料急性毒性的含义，掌握急性毒性试验的基本方法。 二、实验原理： 医学上通常指的急性毒性试验是对药物而言的，并以半数致死量（median lethal dose, LD50）来衡量药物急性毒性的大小。所谓LD50是指某一药物使试验动物总体死亡一半的剂量，由于LD50是剂量反应曲线上最敏感的一点，而且有易测、准确和重复性好的优点，以此作为药物使用的安全指标。但对于生物材料而言，它与药物在体内的反应机理不同，大多数生物材料不能计算LD50，所以在试验过程中，通过对实验动物进行动物静脉或腹腔注射试验材料或其浸提液来观察实验动物体重在24、48和72h的变化、运动、呼吸状态以及死亡情况作为评价的指标，判定某种生物材料的急性毒性作用。 三、实验对象：小鼠 四、实验器材和药品： 聚甲基丙烯酸羟乙酯（PHEMA），蒸馏水，生理盐水（0.9％），注射器（1ml），量筒（10ml），小烧杯（50、100ml），高压消毒器。 五、实验步骤： 1．浸提液制备： 按评价标准裁剪试样，选择适当浸提温度制备浸提液。 2．将10只体重在17～23g间的健康、未做过其他实验的小鼠随机分为实验组和对照组，每组5只。 3．将浸提液按每公斤小鼠体重注射50ml于实验组小鼠尾静脉（50ml/kg），用生理盐水按同样方法作空白对照。 4．记录试样表面积和使用浸提液的容量；记录注射后24h、48h、72h两组小鼠的体重，观察其各种生物学反应情况。 六、评价方法：
2．结果判断标准： 2．1 在72h观察期内，注射材料浸提液的动物反应不大于对照组动物，则认为该材料符合急性毒性试验要求。 2．2在72h观察期内，注射材料浸提液动物中有2只以上出现轻度毒性症状或仅1只动物出现明显毒性症状死亡，或实验组5只动物的体重均下降，即使无其他中毒症状都要进行重复试验。 2．3 重复试验的动物数量应加倍，即每组需10只小鼠。浸提液应该重新制备。重复试验若符合2．1 项要求，则认为该材料合格。 2．4 如实验组动物有2只以上发生死亡或3只以上出现明显毒性症状或动物普遍出现进行性体重下降，则不需要重复试验，可认为该材料不符合急性毒性试验要求。 附：小鼠静脉注射方法 小鼠的尾部有三条静脉，一般采用两侧的静脉。把动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管邓物代替固定器）。拔去尾部静脉走向的毛，置尾巴于40～500C 温水中浸泡几分钟，或用75％乙醇棉球反复擦抹，使尾部血管扩张。行尾部注射时，尽量采用与尾部平行的角度进针，抽吸法不能验证是否穿刺成功，开始注药时应尽量缓慢，仔细观察，如果有白色皮丘出现，说明未刺入血管，应重新向尾部方向移动针头，再次穿刺，直至注射时无皮丘出现，才能正式注射药物，有时在注射药物的同时可见静脉血被进去的药物向前推进。 实验二致热源试验(hypersusceptibility test) 一、实验目的： 掌握致热源实验的基本方法。 二、实验原理： 致热源试验是通过被测材料或其浸提液注入实验动物体内，若浸提液存在热源物质，作用于单核细胞、巨噬细胞等靶细胞后，促使其产生内出性热源，作用于丘脑体温调节中枢，使动物体温上升，因此，观察动物的体温变化可用来判断该材料或其浸提液中所含热源量是否符合人体的要求。 三、实验对象：兔 四、实验器材和药品： 硅橡胶、蒸馏水、生理盐水（0.9℅）、注射器（50ml）、烧杯(150ml)、量筒（100ml）、高压消毒器、体温计（肛测）。 五、实验步骤： 1．浸提液制备： 1.1将所有与浸提液接触的容器、量器等玻璃器皿均应先置于干燥箱内250℃加热30min，或180℃加热2h去除热原物质。 1.2 浸提液所用灭菌0.9℅生理盐水应是热原检查合格者，试样浸提前应用同一批号灭
急性毒性试验
急性毒性试验 试验目的：急性毒性试验是在24小时内给药1次或2次（间隔6-8小时），观察动物接受过量的受试药物所产生的急性中毒反应，为多次反复给药的毒性试验设计剂量、分析毒性作用的主要靶器官、分析人体过量时可能出现的毒性反应、I期临床的剂量选择和观察指标的设计 提供参考信息等。 一、啮齿类动物单次给药的毒性试验 （一）试验条件 1．动物品系：常用健康的小鼠、大鼠。选用其他动物应说明原因。年龄一般为7-9周龄。同批试验中，小鼠或大鼠的初始体重不应超过或低于所用动物平均体重的20%。实验前至少驯养观察1周，记录动物的行为活动、饮食、体重及精神状况。 2．饲养管理：动物饲料应符合动物的营养标准。若用自己配制的饲料，应提供配方及营养成分含量的检测报告；若是购买的饲料，应注明生产单位。应写明动物饲养室内环境因素的控 制情况。 3．受试药物：应注明受试药物的名称、批号、来源、纯度、保存条件及配制方法。 （二）试验方法： 由于受试药物的化学结构、活性成分的含量、药理、毒理学特点各异，毒性也不同，有的很难观察到毒性反应，实验者可根据受试药物的特点，由下列几种实验方法中选择一种进行急 性毒性试验。 1．伴随测定半数致死量（LD50）的急性毒性试验方法。 2．最大耐受剂量（MTD）试验方法：最大耐受剂量，是引起动物出现明显的中毒反应而不产
生死亡的剂量。 3．最大受试药物量试验方法：在合理的浓度及合理的容量条件下，用最大的剂量给予实验动 物，观察动物的反应。 4．单次口服固定剂量方法（Fixed-dose procedure）。选择5、50、500和2000mg/kg四个 固定剂量。 实验动物首选大鼠，给药前禁食6-12小时，给受试药物后再禁食3-4小时。如无资料证明雄性动物对受药试物更敏感，首先用雌性动物进行预试。根据受试药物的有关资料，由上述四个剂量中选择一个作初始剂量，若无有关资料作参考，可用500mg/kg作初始剂量进行预试，如无毒性反应，则用2000mg/kg进行预试，此剂量如无死亡发生即可结束预试。如初始剂量出现严重的毒性反应，那就用下一个挡次的剂量进行预试，如该动物存活，就在此两个固定剂量之间选择一个中间剂量试验。每个剂量给一只动物，预试一般不超过5只动物。每个剂量试验之间至少应间隔24小时。给受试药物后的观察期至少7天，如动物的毒性反应到第7 天仍然存在，尚应继续再观察7天。 在上述预试的基础上进行正式试验。每个剂量最少用10只动物，雌雄各半。根据预试的结果，由前面所述的四种剂量中选择出可能产生明显毒性但又不引起死亡的剂量；如预试结果表明，50mg/kg引起死亡，则降低一个剂量档次试验。 试验观察：给受试药物后至少应观察2周，根据毒性反应的具体特点可适当延长。对每只动物均应仔细观察和详细记录各种毒性反应出现和消失的时间。给受试药物当天至少应观察记录两次，以后可每天一次。观察记录的内容包括皮肤、粘膜、毛色、眼睛、呼吸、循环、自主及中枢神经系统行为表现等。动物死亡时间的记录要准确。给受试药物前、给受试药物后1周、动物死亡及试验结束时应称取动物的体重。所有动物包括死亡或处死的动物均应进行尸检，尸检异常的器官应作病理组织学检查。固定剂量试验法所获得的结果，参考下表标准进 行评价。 单次口服固定剂量试验法结果的评价
药物毒性试验的设计
Optimising the design of preliminary toxicity studies for pharmaceutical safety testing in the dog David Smith a, , , Robert Combes b, Olympe Depelchin c, Soren Dyring Jacobsen d, Ruediger Hack e, Joerg Luft f, Lieve Lammens g, Friedrich von Landenberg h, Barry Phillips i, Rudolf Pfister j, Yvon Rabemampianina k, Susan Sparrow l, Claudia Stark m and Markus Stephan-Gueldner n a AstraZeneca, Alderley Park, UK b FRAME, Nottingham, UK c Lilly, Mont-Saint Guibert, Belguim d NovoNordisk, Maaloev, Denmark e Aventis, Frankfurt, Germany f AltanaPharma, Hamburg, Germany g Janssen, Beerse, Belgium h Merck KGaA, Darmstadt, Germany i RSPCA, Horsham, UK j Novartis Pharma, Basel, Switzerland k Pfizer, Amboise, France l GlaxoSmithKline, Ware, UK m Schering AG, Berlin, Germany n Hoffmann-La Roche AG, Basel, Switzerland Abstract A working party, comprising two animal welfare organisations and some 12 pharmaceutical companies in Europe, was established to minimise the use of the dog in safety testing. As first step, the participants defined the major objectives of preliminary dose-range finding/MTD toxicity studies in non-rodents, defined the principles and requirements for this study type and agreed on a proposal for an optimised study design, based on collective experience of conducting such studies in industry, involving an evaluation of 100 individual study data sets. The suggested study design is explained and described, and reflects current best practice in the pharmaceutical industry in Europe. The implementation of such an optimised design is believed to result in a reduction in the overall numbers of animals used for this purpose, without jeopardising the scientific rationale and
急性毒性试验方法
由于受试药物的化学结构、活性成分的含量、药理、毒理学特点各异，毒性也不同，有的很难观察到毒性反应，实验者可根据受试药物的特点，由下列几种实验方法中选择一种进行急性毒性试验。 1．伴随测定半数致死量（LD50）的急性毒性试验方法。 2．最大耐受剂量（MTD）试验方法：最大耐受剂量，是引起动物出现明显的中毒反应而不产生死亡的剂量。3．最大受试药物量试验方法：在合理的浓度及合理的容量条件下，用最大的剂量给予实验动物，观察动物的反应。 4．单次口服固定剂量方法（Fixed-dose procedure）。选择5、50、500和2000mg/kg四个固定剂量。 实验动物首选大鼠，给药前禁食6-12小时，给受试药物后再禁食3-4小时。如无资料证明雄性动物对受药试物更敏感，首先用雌性动物进行预试。根据受试药物的有关资料，由上述四个剂量中选择一个作初始剂量，若无有关资料作参考，可用500mg/kg作初始剂量进行预试，如无毒性反应，则用2000mg/kg进行预试，此剂量如无死亡发生即可结束预试。如初始剂量出现严重的毒性反应，那就用下一个挡次的剂量进行预试，如该动物存活，就在此两个固定剂量之间选择一个中间剂量试验。每个剂量给一只动物，预试一般不超过5只动物。每个剂量试验之间至少应间隔24小时。给受试药物后的观察期至少7天，如动物的毒性反应到第7天仍然存在，尚应继续再观察7天。 在上述预试的基础上进行正式试验。每个剂量最少用10只动物，雌雄各半。根据预试的结果，由前面所述的四种剂量中选择出可能产生明显毒性但又不引起死亡的剂量；如预试结果表明，50mg/kg引起死亡，则降低一个剂量档次试验。
药物毒性试验的设计
Optimising the design of preliminary toxicity studies for pharmaceutical safety testing in the dog David Smith a, , , Robert Combes b , Olympe Depelchin c , Soren Dyring Jacobsen d , Ruediger Hack e , Joerg Luft f , Lieve Lammens g , Friedrich von Landenberg h , Barry Phillips i , Rudolf Pfister j , Yvon Rabemampianina k , Susan Sparrow l , Claudia Stark m and Markus Stephan-Gueldner n a AstraZeneca, Alderley Park, UK b FRAME, Nottingham, UK c Lilly, Mont-Saint Guibert, Belguim d NovoNordisk, Maaloev, Denmark e Aventis, Frankfurt, Germany f AltanaPharma, Hamburg, Germany g Janssen, Beerse, Belgium h Merck KGaA, Darmstadt, Germany i RSPCA, Horsham, UK j Novartis Pharma, Basel, Switzerland k Pfizer, Amboise, France l GlaxoSmithKline, Ware, UK m Schering AG, Berlin, Germany n Hoffmann-La Roche AG, Basel, Switzerland Abstract A working party, comprising two animal welfare organisations and some 12 pharmaceutical companies in Europe, was established to minimise the use of the dog in safety testing. As first step, the participants defined the major objectives of preliminary dose-range finding/MTD toxicity studies in non-rodents, defined the principles and requirements for this study type and agreed on a proposal for an optimised study design, based on collective experience of conducting such studies in industry, involving an evaluation of 100 individual study data sets. The suggested study design is explained and described, and reflects current best practice in the pharmaceutical industry in Europe. The implementation of such an optimised design is believed to result in a reduction in the overall numbers of animals used for this purpose, without jeopardising the scientific rationale and b b s .y a o z h .c o m
急性毒性实验参考
小鼠口服枸橼酸托烷司琼原料急性毒性试验 摘要 小鼠一次灌胃枸橼酸托烷司琼原料，连续观察14天。观察行为反应并记录死亡情况。死亡小鼠解剖可见心脏瘀血。存活者第15天全部解剖，肉眼检查主要脏器未见明显病变。其死亡率用Bliss法求得枸橼酸托烷司琼LD50 为418.29 mg/kg；95%可信限为390.74 ~447.79 mg/kg。 1.0 实验目的 观察受试物一次口服对小鼠产生的急性毒性反应和死亡情况。 2.0 受试物 2.1 名称：枸橼酸托烷司琼原料，白色粉末。 2.2 提供单位：中国科学院上海药物研究所朱友成组 2.3 批号: 9902 2.4 含量：99.7% 2.5 配制方法：将受试药物用0.5％CMC-Na 研磨配制成混悬液，并稀释成相应浓度，使各剂量组给药体积相等。 2.6 溶剂：0.5％CMC-Na 3.0 动物 3.1 来源、种属、合格证：昆明种小鼠60只，(♀30只，♂30只)由中国科学院上海实验动物中心提供，合格证：中科动管第005号。 经一周适应性饲养。饲料购自中英合资上海西普尔-必凯实验动物有限公司。自由取水，饲养温度为23±2℃。 3.2 体重：给药时体重为18-22克。 3.3 性别：雌雄各半。
3.4 每组动物数：按体重随机分组，实验时以每10只(♀5只，♂5只)为一组。 4.0 剂量 4.1 剂量设置：按预初实验结果，最高剂量定为570 mg/kg。以0.9的比例递减，即为570、513、461.7、41 5.5、374、33 6.6 mg/kg，6个剂量组。 4.2 每只动物接受容量：口服体积为0.2 ml/10g 体重。 5.0 给药途径 小鼠禁食6 小时一次灌胃给药。 6.0 方法 动物按体重随机分6组，每组10只，雌雄各半，每组的小鼠体重分布相似。给药后即观察动物各方面反应情况，死亡动物即进行解剖，检查内脏。记录每天动物的死亡数。 7.0 观察指标 7.1 观察期：14天 7.2 毒性反应：观察检查小鼠外观、行为、进食、粪便等情况，死亡动物进行尸解。第15天实验结束时，存活小鼠解剖，检查心、肺、肝、脾、肾等脏器病变。 8.0 结果 8.1 毒性反应及死亡原因：小鼠灌胃枸橼酸托烷司琼原料后，高剂量组(570、513 mg/kg) 药后5分钟左右安静，活动减少、趴地，15分钟左右全身抖动、抽搐死亡。大部分死亡发生在24 h内。死亡小鼠解剖肉眼检查发现心脏瘀血。存活小鼠第15天解剖，肉眼检查各脏器未见明显病变。
毒理学水生毒性试验设计
某化合物A,在水中溶解度10%,在丙酮中的溶解度为100%,不挥发.在pH<6时易水解. (1)设计水生生物的急性毒性实验 (2)如果测定含A物质的废水急性毒性,应该如何进行. 毒理学设计性实验 由于化合物A在生产和使用的过程中随着工业废水,农药径流流入水体,对水生生物的生长和繁殖有着潜在的危害.容易造成水质,土壤,植被的污染.如果人们不慎饮用或是食用含有残余化合物A的污染水体或鱼类,将严重威胁人体健康.因此,在水生生物急性毒性实验中,研究该类化合物A在水体中的毒性机理具有必要性. 鱼是水生生态系统的重要组成部分,是人类主要的食物来源,所以,鱼类的急性毒理资料是常用的评价有毒化学物质和工业废水对水生生物危害的资料.在我国鱼类毒性实验中经常使用的有白鲢(Hypophthalmichthysmolitrix,),金鱼(Gold fish)、鲤鱼Cyprinus carpio、鲫鱼Carassius auratus等。由于这些材料体型较大，饲养起来不是很方便，而且受到繁殖季节的限制难以常年获得。而斑马鱼是国际标准化组织(ISO)推荐的实验鱼种，其个体较小，性成熟期短，繁殖能力强，价格便宜。被广泛的应用于生命科学的研究，也是实验室标准毒理学检验最常用的实验动物。 1 实验方法与材料 1.1 实验材料 受试污染物：化合物A。 1.2 实验仪器 气相色谱-质谱联用，pH计(PHS-3B),溶解氧测定仪(JYD-1A)，水硬度计，温度计，电子分析天平,烧杯（25，50ml）、移液管（1，10ml）、量筒等。 1.3 实验用水 由于该化合物在水中的溶解度为10%，而在丙酮中的溶解度为100%，故采用丙酮作为助溶剂，丙酮助溶剂含量不超过0.1mg/L。再加入10%的吐温-80乳化剂配成母液，实验用水为经活性炭过滤后强制充氧48h以上的自来水，溶解氧>5.4mg/L,pH值为6.4-7.0，水温(22±2)℃。总硬度125~250mg/L(以CaCO3计)。自然光照，实验周期96h，实验方式采用静水式，96h之内不更换试液。 1.4 实验生物 受试斑马鱼购于上海市杨浦区花鸟虫鱼市场，体长为(30.00±0.75)mm，体重量为（0.20±0.01）g.行为活泼，反应灵敏，无畸形，逆水性强。鱼苗经w=5%食盐水消毒后进入实验室，用曝气48h的自然脱氮自来水在实验室经过驯养7~10d后方可实验，驯养期间死亡率应小于3%。实验前24h停止喂饲，实验期间不喂食，每天清除粪便及食物残渣,保证每天实验期间光照12h。 2 实验方法 先做预实验，以确定化合物A对斑马鱼24h100%致死的最低浓度和96h不引起死亡的最高浓度。实验在2L的烧杯中进行，设置间隔较大的浓度梯度，尽可能使LC50在设置的浓度范围内，每个浓度设平行。实验开始后每隔一段时间观察记录，整理24h、48h，72h，96h观察记录，需要统计各容器试验鱼的存活情
实验二经口急性毒性试验
实验二经口急性毒性试验 The Standardization Office was revised on the afternoon of December 13, 2020
毒理学实验二经口急性毒性试验 一、实验目的 1、掌握实验动物分组方法 2、测定LD50的试验设计原则 3、小鼠的经口灌胃技术 二、试剂和材料 1、实验动物： （1）动物品种：健康成年ICR小鼠，体重18g～22g （2）样品来源：首都医科大学实验动物部 2、器材：注射器（1ml）、灌胃针头、烧杯、吸管、容量瓶、烧杯、棉签、动物秤。 3、试剂：敌敌畏（1400mg/ml）、苦味酸染液（标记用）。 三、实验内容 1、健康实验动物的选择和性别鉴定 选择健康的雄性小鼠（健康标准：毛顺、毛顺、无分泌物、反应敏锐。动物出现圆圈动作可能为中耳炎，废弃。） 肛门与生殖孔距离：大者为雄性，小者为雌性 2、实验动物称重、编号和随机分组
选择体重在18-22 g 的小鼠，采用随机分组的方法（动物按体重分为几个体重段，再从每个体重段分出各组动物），每组10只小鼠，用黄色的苦味酸饱和液标号1~9,10号小鼠不标记。 3、受试化学物溶液的配制 （1）确定灌胃量：0.1ml/10g （2）确定最高给药量，计算溶液浓度，估计给药总体积 （3）药品称量及稀释 4、小鼠灌胃技术 左手固定，右手持灌胃器，插入动物口腔，沿咽后壁徐徐插入食道，深度为口腔至剑突的距离。 5、毒性体征的观察和LD50计算 （1）毒性体征的观察： 染毒后注意观察小鼠中毒的发生、发展过程及死亡数和死亡时间 按表格记录动物体征及出现时间，记录死亡情况及时间，观察期为30 min （2）LD50的计算： a 、实验各组剂量的确定：设5组，每组雌雄动物各10只。 剂量组距 d 为： 1 lg lg d 0 100--=组数LD LD
2.亚慢性毒性试验设计
2.亚慢性毒性试验设计 概念 亚慢性毒性是指实验动物连续多日接触较大剂量的外来化合物所出现的中毒效应。所谓较大剂量，是指小于急性LD50的剂量。 试验目的 亚慢性毒性试验的目的，主要是探讨亚慢性毒性的阈剂量或阈浓度和在亚慢性试验期间未观察到毒效应的剂量水平，且为慢性试验寻找接触剂量及观察指标。 亚慢性试验期限 亚慢性毒性试验的期限“多日”的确切天数，至今尚无完全统一的认识。一般认为在环境毒理学与食品毒理学中所要求的连续接触为3～6个月，而在工业毒理学中认为1～3月即可。这是考虑到人类接触大气、水和食品污染物的持续时间一般较久，而在工业生产过程中接触化合物仅限于人一生中的工作年龄阶段，且每日工作不超过8小时之故。 现有学者主张进行实验动物90天喂饲试验为亚慢性毒性试验，即将受试物混合物饲料或饮水中，动物自然摄取连续90天。这是由于有研究报道认为动物连续接触外来化合物3个月，其毒性效应往往与再延长接触时间所表现的毒性效应基本相同，故不必再延长接触期限。相应地主张呼吸道接触可进行30天或90天试验，每天6小时，每周5天。经皮肤试验进行30天。 实验动物和染毒途径 1、实验动物的选择 亚慢性毒性作用研究一般要求选拔两种实验动物，一种为啮齿类，另一种为非啮齿类，如大鼠和狗，以便全面了解受试物的毒性特征。 由于亚慢性毒性试验期较长，所以选择被动物的体重(年龄)应较小，如小鼠应为15g左右，大鼠100g左右。 2、染毒途径 亚慢性毒性试验接触外来化合物途径的选择，应考虑两点：一是尽量模拟人类在环境中接触该化合物的途径或方式，二是应与预期进行慢性毒性试验的接触途径相一致。具体接触途径主要有经口、经呼吸道和经皮肤三种。