实验动物采血指南汇总

实验动物采血指南

采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.

1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～

0.5ml。

2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。

4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。

5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。

6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。

7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。

8.股动(静)脉采血先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml，大鼠约0.4-0.6ml。

(二)豚鼠采血法

1.耳缘剪口采血将耳消毒后，用锐器(刀或刀片)割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入盛器。操作时，使耳充血效果较好。此法能采血0.5ml左右。

2.心脏采血取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中，选心跳最显的部位作穿刺。针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血，其操作手法详见兔心脏采血。因豚鼠身体较小，一般可不必将动物固定在解剖台上，而可由助手握住前后肢进行采血即可。成年豚鼠每周采血应不超过10ml为宜。

3.肌动脉采血将动脉仰位固定在手术台上，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切开长约2-3cm的皮肤，使股动脉暴露及分离。然后，用镊子提起股动脉，远端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放开止血钳，血液即导管口流出。一次可采血10-20ml。

4.背中足静脉取血助手固定动物，将其右或左右膝关节伸直提到术者面前。术者将

动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射针刺入静脉。拔针后立即出血，呈半球状隆起。采血后，用纱布或脱脂棉压迫止血。反复采血时，两后肢交替使用。

(三)兔采血法

1.耳静脉采血本法为最常用的取血法之一，常作多次反复取血用，因此，保护耳缘静脉，防止发生栓塞特别重要。将兔放入仅露出头部及两耳的固定盒中，或由助手以手扶住。选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5(1/2)号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血，此种采血法一次最多可采血5-10ml。

2.耳中央动脉采血将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。

3.心脏取血将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。

4.后肢胫部皮下静脉取血将兔仰卧固定于兔固定板上，或由一人将兔固定好。拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，则在胫部外侧浅表皮下，可清楚见到皮下静脉。用左手两指固定好静脉，右手取带有5(1/2)号针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管，抽一下针栓，如血进入注射器，表示针头已刺入血管，即可取血。一次可取2～5ml。取完后必须用棉球压迫取血部位止血，时间要略长些，因此处不易止血。如止血不妥，可造成皮下血肿，影响连续多次取血。

5.股静脉、颈静脉取血先作股静脉和颈静脉暴露分离手术

⑴股静脉取血注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，徐徐抽动针栓即可取血。抽血完毕后要注意止血。股静脉较易止血，用于纱布轻压取血部位即可。若连续多次取血，取血部位宜尽量选择靠离心端。

⑵外颈静脉取血注射器由近心端(距颈静脉分支2-3厘米处)向头侧端顺血管平等方向刺入，使注射针一直引深至颈静脉分支叉处，即可取血。此处血管较粗，很容易取血，取血量也较多，一次可取10ml以上。取血完毕，拔出针头，用干纱布轻轻压迫取血部位也易止血。兔急性实验的静脉取血，用此法较方便。

(四)狗、猫采血法

1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血此法最常用，且方便。后肢外侧小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧浅表的皮下，由前侧方向后行走。抽血前，将狗固定在狗架上或使狗侧卧，由助手将狗固定好。将抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮肤。采血者左手拇指和食指握紧剪毛区上部，使下肢静脉充盈，右手用连有6号或7号针头的消毒器迅速穿刺入静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血(以无气泡为宜)。或将胶皮带绑在狗股部，或由助手握紧股部，即可，若仅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用针头直接刺入静脉，待血从针孔自然滴出，放入盛器

或作涂片。采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法基本与上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困难。

2.股动脉采血本法为采取狗动脉血最常用的方法。操作也较简便。稍加以训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5(1/2)号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。有时，往往刺入静脉，必须重抽之。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2～3分钟。

3.心脏采血本法最好在麻醉下进行，驯服的狗不麻醉也行。将固定在手术台上，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，将左侧第3-5肋间的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮肤。采血者用左手触摸左侧3-5肋间处，选择心跳最显处穿刺。一般选择胸骨左缘外1cm第4肋间处。取连有6(1/2)号针头的注射器，由上述部位进针，并向动物背侧方向垂直刺入心脏。采血者可随针接触心跳的感觉，随时调整刺入方向和浓度，摆动的角度尽量小，避免损伤心肌过重，或造成胸腔大出血。当针头正确刺入心脏时，血即可进入抽射器，可抽取多量血液。

4.耳缘静脉采血本法宜取少量血液作血常规或微量酶活力检查等。有训练的狗不必绑嘴，剪去耳尖部短毛，即可见耳缘静脉，手法基本与兔相同。

5.颈静脉狗不需麻醉，经训练的狗不需固定，未经训练的狗应予固定。取侧卧位，剪去颈部被毛约10×3cm2范围，用碘酒、酒精消毒皮肤。将狗颈部拉直，头尽量后抑。用左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤。使颈静脉怒张，右手取连有6(1/2)号针头的注射器。针头沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此静脉在皮下易滑动，针刺时除用左手固定好血管外，刺入要准确。取血后注意压迫止血。采用此法一次可取较多量的血。猫的采血法基本与狗相同。常采用前肢皮下头静脉、后肢的股静脉、耳缘静脉取血。需大量血液时可从颈静脉取血。方法见前述。

(五)猴采血法

与人类的采血法相似，常用者有以下几种：

1.毛细血管采血需血量少时，可在猴拇指或足跟等处采血。采血方法与人的手指或耳垂处的采血法相同。

2.静脉采血最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。后肢皮下静脉的取血法与狗相似。用外颈静脉采血时，把猴固定在猴台上，侧卧，头部略低于台面，助手固定猴的头部与肩部。先剪去颈部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可见位于上颌角与锁骨中点之间的怒张的外颈静脉。用左手拇指按住静脉，右手持连6(1/2)号针头的注射器，其它操作与人的静脉取血同。也可在肘窝、腕骨、手背及足背选静脉采血。但这些静脉更细、易滑动、穿刺难，血流出速度慢。

3.动脉采血股动脉可触及。取血量多时常被优先选用，手法与狗股动脉采血相似。此外，肱动脉与桡动脉也可用。

实验动物分组和标记编号方法

一、分组

（一）分组原则

实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。

（二）建立对照组

实验动物分组时应特别注意建立对照组。对照组可分自身对照组和平行对照组。1．自身对照组

自身对照是把实验动物本身在动物实验前、后两阶段的各项相关数据，分别作为对照组和实验组的结果并进行统计学处理。

2．平行对照组

平行对照组分正对照组和负对照组（空白对照组）两种。正对照组是对实验动物实施与实验动物相同但排除了所要观察的目的因子（如治疗手段或药物）的处理，负对照组则不作任何处理，这种方法就是平行对照组。例如要观察某种药物的药效，对实验组动物采用肌肉注射的给药方法；正对照组动物同样进行肌肉注射，但注射的不是药物而是同等剂量的生理盐水，以便排除肌肉注射生理盐水可能产生的影响；负对照组动物则不进行肌肉注射，并与实验组动物和正对照组动物在相同的环境和条件下饲养，作为空白对照。

二、标记编号

对随机分组后的实验动物进行标记编号，是动物实验准备工作中相当重要的一项工作。标记编号方法应保证编号不对动物生理或实验反应产生影响，且号码清楚、易认、耐久和适用。目前常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等标记编号方式。此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号法等。

（一）染色法

染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。

1．常用染色剂

（1）3% ~ 5%苦味酸溶液，可染成黄色。

（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。

（3）2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。

（4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。

2．染色方法

染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。

（1）单色涂染法（如图11-1所示）

单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。此法简单、易认，在每组实验动物不超过10只的情况下适用。

（2）色涂染法（如图11-1所示）

双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方法参照单色涂染法，即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标记。比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红（红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即可（如图11-1所示）。双色法色法可标记100位以内的号码。

（3）直接标号法

直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。实验动物太小或号码位数太多时，不宜采用此方法。

染色法虽然简单方便，不会给实验动物造成损伤和痛苦，但是长时间实验会使涂染剂自行褪色，或由于实验动物互相嬉闹、舔毛、摩擦、换毛、粪尿和饮水浸湿被毛等原因，易造成染色标记模糊不清，因而染色法对慢性实验不适用。如果所做慢性实验只能采用此种染色方法，则应注意不断地补充和加深染色。

另外，常用染色剂的毒性对实验动物的影响也是需要注意的一个问题。

（二）孔法

耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来区分实验动物的方法（如图11-2所示）。用打孔机在耳朵打孔后，必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。耳孔法可标记三位数之内的号码。另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法，作为区分实验动物的标记。

（三）烙印法

烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法，尤如盖印章一样。烙印方法有两种，对犬等大动物，可将标记号码烙印在其皮肤上（如耳、面、鼻、四肢等部位），对家兔、豚鼠等动物，可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码；烙印完成后，伤口涂抹酒精黑墨等颜料，即可清楚读出号码。烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤，操作时宜轻巧、敏捷，必要时麻醉，以减少痛苦。

（四）挂牌法

挂牌法是将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实验动物的一种方法。金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料，制成轻巧、美观的小牌子。

实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式，选择合适的标记编号方法。一般来说，大、小鼠多采用染色法，家兔宜使用耳孔法，犬、猴、猫较适合挂牌法，犬还可用烙印法。

动物实验基本技术

第一节实验动物的抓取和固定

在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。

一、小鼠

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

二、大鼠

大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。

三、家兔

家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。

因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。

在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。盒式固定适用于采血和耳部血管注射，台式固定适用于测量血压、呼吸和进行手术操作等。

四、豚鼠

豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。

五、蟾蜍

抓取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层湿布，用左手将其背部贴紧手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、无名指及小指夹住，前肢可用拇指及食指压住，右手即可进行实验操作。抓取蟾蜍时不要挤压两侧耳部突起的毒腺，以免蟾蜍将毒液射到使用者眼睛里。需要长时间固定时，可将蟾蜍麻醉或毁脑脊髓后，用大头针钉在蛙板上。

六、狗

用狗做实验时，为防止其咬伤操作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验用狗，如毕格狗或驯服的狗，绑嘴时操作人员可从其侧面*近并轻轻抚摸颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；对家养的笨狗或未经驯服的狗，先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按倒在地，再绑嘴。如果实验需要麻醉，可先使动物麻醉后再移去狗夹。当狗麻醉后，要松开绑嘴布带，以免影响呼吸。

第二节实验动物的编号和分组

一、编号

实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。

(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。

(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。

(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。

(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有

涂染红色：0.5％中性红或品红溶液。

涂染黄色：3-5％苦味酸溶液。

涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。

根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。

(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可*，但只适于短期观察。

(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。

二、分组

(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。

每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。

(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。

3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为Ａ组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。

第三节实验动物的麻醉方法

麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。

一、常用的麻醉药

(一)常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.5％～1％；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用1％～2％溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0.25％～0.5％溶液作局部浸润麻醉。

(二)常用全身麻醉剂：

1. 乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前20－30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5～10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。

进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。万一呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。待恢复自动呼吸后再进行操作。

2. 苯巴比妥钠此药作用持久,应用方便，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影响。通常在实验前半至一小时用药。使用剂量及方法为：狗腹腔注射80～100mg/kg 体重，静脉注射70～120mg/kg体重( 一般每公斤体重给70～80mg即可麻醉，但有的动物要100～120mg才能麻醉,具体用量可根据各个动物的敏感性而定)。兔腹腔注射150～200mg/kg 体重。

3. 戊巴比妥钠此药麻醉时间不很长,一次给药的有效时间可延续3-5小时,所以十分适合一般使用要求。给药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。用时配成1～３％生理盐水溶液，必要时可加温溶解，配好的药液在常温下放置1～2月不失药效。静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，使用剂量及方法为：狗、猫、兔静脉注射30～35mg/kg体重,腹腔注射40～45mg/kg体重。

4. 硫喷妥钠为黄色粉末，有硫臭，易吸水。其水溶液不稳定，故必须现用现配,常用浓度为1～5％。此药作静脉注射时，由于药液迅速进入脑组织，故诱导快，动物很快被麻醉。但苏醒也很快，一次给药的麻醉时效仅维持半至一小时。在时间较长的实验过程中，可重复注射，以维持一定的麻醉深度。此药对胃肠道无副作用，但对呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神经较副交感神经为强,常有喉头痉挛,因此注射时速度必须缓慢。实验剂量和方法：狗静脉注射20～25mg/kg体重；兔静脉注射7～10mg/kg体重。静脉注射速度以15秒钟注射2ml左右进行。小鼠1％溶液腹腔注射0.1～0.3ml/只；大鼠0.6～0.8ml/只。

5. 巴比妥钠使用剂量及方法：狗静脉注射225mg/kg体重；兔腹腔注射200mg/kg体重；鼠皮下注射200mg/kg体重。

6. 氨基甲酸乙酯此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用,更适合于小动物。一般用作基础麻醉，如使用全部过程都用此麻醉时，动物保温尤为重要。使用时常配成20～

25％水溶液，狗、兔静脉、腹腔注射0.75～1g/kg体重。但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5％或10％溶液，及每公斤体重注射10～20ml。鼠1.5～2g/kg体重，由腹腔注射。以上麻醉药种类虽较多，但各种动物使用的种类多有所侧重。如做慢性实验的动物常用乙醚吸入麻醉(用吗啡和阿托品作基础麻醉)；急性动物实验对狗、猫和大鼠常用戊巴比妥钠麻醉；对家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯；对大鼠和小鼠常用硫喷妥钠或氨基甲酸乙酯麻醉。

二、麻醉方法

(一)全身麻醉：麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌肉注射,产生中枢神经系统抑制,呈现神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等现象，这种方法称全身麻醉。其特点为抑制深浅与药物在血液内的浓度有关,当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后,动物逐渐清醒，不留后遗症。1. 吸入麻醉法麻醉药以蒸气或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉者，称吸入麻醉，常用乙醚作麻醉药。吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和较快的终止麻醉，缺点是中、小型动物较适用，对大型动物如狗的吸入麻醉操作复杂，通常不用。

具体方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。开始动物自主活动，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。如动物四肢紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可行手术和操作。在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醚烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。

2. 注射麻醉法常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。

大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。狗、兔等动物既可腹腔注射给药,也可静脉注射给药。在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。

在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢导致动物死亡。(二)动物局部麻醉方法：用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。其特点是动物保持清醒，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少，是一种比较安全的麻醉方法。适用于大中型动物各种短时间内的实验。

局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干(丛)阻滞麻醉。

1. 表面麻醉利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜,阻滞表面的神经末梢，称表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼结膜、尿道等部位手术时,常把麻醉药涂敷、滴入、喷于表面上，或尿道灌注给药，使之麻醉。

2. 区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导,称区域阻断麻醉。常用药为普鲁卡因。

3. 神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的周围注射麻醉药，阻滞其传导,使其所支配的区域无疼痛，称神经干(丛)阻滞麻醉。常用药为利多卡因。

4. 局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射麻醉药，*药液的张力弥散，浸入组织,麻醉感觉神经末梢，称局部浸润麻醉。常用药为普鲁卡因。在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，用0.5～1％盐酸普鲁卡因皮内注射，使局部皮肤表面呈现一桔皮样隆起，称皮丘，然后从皮丘进针，向皮下分层注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸润过的部位刺入，直至要求麻醉区域的皮肤都浸润为止。每次注射时，必须先抽注射器，以免将麻醉药注入血管内引起中毒反应。

三、使用全身麻醉剂的注意事项

给动物施行麻醉术时,一定要注意方法的可*性,根据不同的动物选择合适的方法，特别是较贵重的大型动物。

1. 麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同,而且体重与所需剂

量的关系也并不是绝对成正比的。一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况,尤其是采用静脉注射,绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。

2. 动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。

3. 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应,当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。配制的药液浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。

4. 作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。

四、实验动物用药量的确定及计算方法

(一)动物给药量的确定

观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量：

1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。

2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。

3. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。

4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。

5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。

6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为1份时，3～6个月的给1/2份，45～89日的给1/4份，20～44日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。

7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。

(二)人与动物的用药量换算方法

人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：

人用药量：1

小鼠、大鼠：50～100

兔、豚鼠：15～20

狗、猫：5～10

以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适当减小些。

第四节实验动物的除毛、给药方法

一、实验动物的除毛

在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔

毛、剃毛和脱毛等。

(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。

(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。

(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。

适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。

适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；

2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；

3. 硫化钠8g溶于100ml水中。

二、实验动物的给药

在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

(一)注射给药法

1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。

小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端

开始。一次的注射量为每10g体重0.1-0.2ml。

豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。

兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。

6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。

(二)经口给药法

1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。

鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6cm。常用灌胃量小鼠为0.2～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml。

狗、兔的灌胃法：先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml，狗为200 ～250ml。

(三)其它途径给药方法

1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

实验动物采血指南

实验动物采血指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系

(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。 Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry. The implications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial

项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法 一、接种方法 (一) 皮下注射 皮下组织疏松的部位都可皮下注射。一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml． (二) 皮内注射 先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。皮内注射量一般为0.1～0.2ml。 (三) 肌内注射 应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。一般多选臀部、大腿内侧或外侧。针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。家兔等大动物注射量不超过2ml。 (四) 腹腔注射 小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。 (五) 静脉注射 1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。 2．小鼠于尾部两侧静脉注射。固定小鼠使尾巴露出，置45℃～50℃温水浸泡1～2min，使尾部静脉扩张。取出尾巴，擦干消毒，在末端1/3或1/4处用左手捏住尾巴，右手持注射器，针头与静脉平行缓慢进针，试注入少许注射液，如无阻力，皮肤不发白，表示针头刺入静脉，否则应更换部位重扎。注射时多选用4 1/2# 针头。最大注射量为0.5ml。 二、采血方法 (一) 小鼠采血方法 1．断尾采血将小鼠固定，露出尾巴，用手轻揉或浸泡于45℃温水中数分钟或用酒精棉球涂擦，使尾血管充血。将鼠尾擦干，用剪刀剪去尾尖1～2mm。然后用手指从尾根部向尾尖捋，血即从断端流出。采血结束后消毒止血。此法采血每只小鼠可采十余次，每次可采血约0.1ml。 2．眼眶后静脉丛采血左手抓注鼠耳间头部皮肤，将头按在桌面或鼠笼上，轻压颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分突出，眶后静脉丛充血。右手持长为7～10cm 玻璃滴管(毛细管端内径1～1.5mm，长约1cm)或7# 针头的1ml 注射器，在内眼角与眼球之

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

常用实验大小鼠采血方法及其对实验动物福利的影响

2019年1月 第29卷一第1期 中国比较医学杂志 CHINESE JOURNAL OF COMPARATIVE MEDICINE January,2019 Vol.29一No.1 杨健莉,刘佳,郑志红.常用实验大小鼠采血方法及其对实验动物福利的影响[J].中国比较医学杂志,2019,29(1):90-94. Yang JL,Liu J,Zheng https://www.wendangku.net/doc/455217419.html,parison and analysis of blood sampling methods from rats and mice [J].Chin J Comp Med,2019,29(1):90-94. doi:10.3969/j.issn.1671-7856.2019.01.016 [基金项目]国家自然科学基金(2015408002)三 [作者简介]杨健莉(1989 ),女,学士学位,专业:实验动物学三E-mail:yangjianli0603@https://www.wendangku.net/doc/455217419.html, [通信作者]郑志红(1969 ),女,教授,研究方向:实验动物转基因与基因敲除研究三E-mail:zhihongzheng@https://www.wendangku.net/doc/455217419.html, 常用实验大小鼠采血方法及其对 实验动物福利的影响 杨健莉,刘一佳,郑志红? (中国医科大学实验动物部,沈阳一110122) 一一?摘要?一近些年大量的文献对实验大小鼠采血方法进行了比较研究,以探究出最适合的采血方法,从而获得 高质量的血液样本三本文主要介绍了几种实验大小鼠常用的采血方法,及不同采血方法对动物福利的影响,为选择最适的采血方法提供相关的理论依据,提高实验效率,降低实验影响三 ?关键词?一实验大小鼠;采血方法;实验动物福利 ?中图分类号?R -33一一?文献标识码?A一一?文章编号?1671-7856(2019)01-0090-05 Comparison and analysis of blood sampling methods from rats and mice YANG Jianli,LIU Jia,ZHENG Zhihong ? (Department of Laboratory Animal Science,China Medical University,Shenyang 110122,China) 一一?Abstract ?一Recently,many studies have compared different methods for blood collection from experimental rats and mice to determine the most suitable method to obtain high-quality blood samples.This review introduces several blood collection methods commonly used in rats and mice,and their effects on animal welfare.This will provide a theoretical basis for selecting the most suitable method of blood collection to improve experimental efficiency and reduce the impact on experimental results. ?Keywords ?一experimental rats and mice;methods of blood collection;laboratory animal welfare 一一实验大小鼠的使用在哺乳动物实验中约为 75%左右[1],主要应用于药代动力学二毒理学二行为学二遗传学以及肿瘤学等领域,对实验大小鼠进行血液采集是实验操作过程中重要的实验操作,不同的采血方法对动物组织损伤程度二采血间隔及采血量要求等各不相同;那么选择适合的采血方法,获得高质量的血液样本,是获得良好动物实验数据的基础三本文主要介绍几种大小鼠常用的采血方法,对采血量的确定二采血频率 的选择及不同采血方法对动物福利的影响进行阐述,为实验者在操作过程中选择合适的采血方法提供依据三1一常用的采血方法 依据采血位点不同实验大小鼠常用的采血方法可分为鼠尾采血二眼眶采血二颈静脉采血二隐静脉采血二面部采血二心脏采血和腹主动脉采血;下面分别对不同的采血方法要点及应用进行介绍三

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南 凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. １．取少量血 ａ．尾静脉大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 ｃ．舌下静脉兔 ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍 ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅 ２．取中量血 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫 ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫 ｃ．耳中央动脉兔 ｄ．颈静脉狗、猫、兔 ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠 ｆ．断头大鼠、小鼠 ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅 ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅 ３．取大量血 ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球大鼠、小鼠

采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小鼠0.2 0.3 大鼠 1 2 豚鼠 5 10 兔10 40 狼狗100 500 猎狗50 200 猴15 60 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃ 左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠 0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦 拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手 套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。 左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血 0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿 势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml; 大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。 若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。 小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注 射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清 楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术

(完整word版)动物免疫与动物采血实验操作规范

动物免疫与动物采血 一、动物保定 在进行动物免疫和动物采血之前，进行动物保定是非常必要的。正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证试验顺利进行。下面介绍几种常见实验动物的保定方法。 1 小鼠的抓取固定方法 小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。抓取时先用右手抓取鼠尾提起，放在其前，爪能抓牢的物体表面稍后提，或放在实验台上，在其向前爬行时，用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤，把鼠体置于左手心中，将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。右手即可进行各种操作，如注射、灌胃及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时，则需将小鼠做一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式（必要时先进行麻醉），再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。尾静脉采血或尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定；或倒放适当大小和重量的容器，把小鼠放在里面只露尾巴，这种容器能够压住尾部不让活动，同时起，到驱赶血液的作用；或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。 如只想移动小鼠，可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。 2 大鼠的抓取固定方法 4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来，周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。 由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套，轻轻抓住尾巴后提起，置于试验台上，固定方法随操作目的而定。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠，使其只露尾部；如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃，可用右手提住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，如铁丝笼子，稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长，用左手贴在鼠背，捏紧头顶部和背部皮肤，即可将大鼠固定在左手中，右手可进行其他操作；如需长时间固定操作，可将大鼠四肢固定在木板上，用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。 3 豚鼠的抓取固定方法 豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用右手大把抓起来，用手固定，方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。也可用固定器固定豚鼠或将豚鼠四肢固定在木板上。 4 家兔的抓取固定方法。 家兔比较顺服不会咬人，但脚爪较尖，应避免抓伤。进行皮下、腹腔、肌肉注射或测肛温时，只须将家兔抓牢或按住就行即可，抓兔的方法是用右手把两耳轻轻地拿在手心，抓紧颈后部的皮厚处，提取兔，然后用左手托住臀部，使兔的体重大部分落在左手上，不能单提两耳，因为兔耳并不能承担全身重量，易造成疼痛而引起挣扎。单提两耳，捉拿四肢，提抓腰部和背部都是不正确的抓法。 当只对兔的头部进行操作时，如耳静脉注射、采血等，可用兔固定器固定头部，对兔进行测量血压，呼吸及手术时，可将兔固定在实验台上，四肢用棉绳固定在实验台两侧，另用一根棉绳拴住兔的两只门牙，另一端固定在实验台的铁柱上即可。

常用实验动物的采血方法简介

常用实验动物的采血方法 一小鼠和大鼠的采血方法 1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。 2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏 紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。 3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。 4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。 5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。 6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。 7、股动脉采血:大量取血时常用此法。需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。 二豚鼠、家兔的采血方法 1、家兔耳缘静脉采血 穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。具体方法同耳缘静脉注射给药。此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。针头不可连接注射器，直接让血液滴在有抗凝剂的试管内。 切割采血法：当兔耳部血管被充分扩张后，可用刀片割破耳缘静脉，或用注射针刺破耳缘静脉，让血液自然流出。采血穿刺和注射穿刺方向不同。采血穿刺逆血流方向行针，采血量越大，越要靠近根部行针。 2、兔耳中央动脉采血：经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约15 ml/次血。操作方法基本与静脉采血同。由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。 3、豚鼠耳缘切割采血法:方法同兔相同。 4、心脏采血法:对豚鼠、兔、猫、狗都适用。 采血前，将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。于左侧第 3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液可自动迸入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以免造成气胸而导致动物很快死亡。经6～7天后可重复穿刺采血。 5、体表静脉采血 （1）兔后肢胫部皮下静脉采血 将兔仰卧固定，拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，可在胫部外侧皮下，见到皮下静脉。用左手拇指、食指固定好血管，右手持，与皮下静脉平行进针，抽血有回血即可采血。采血完毕后用棉球压迫止血，因为此处

动物实验常用采血方法

动物实验常用采血方法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛 剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血 0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。 8.股动(静)脉采血先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

ＡGｏodＰｒactice Gｕide to tｈe Ａｄmｉｎistration ｏf Sｕbstanｃｅsａnd Reｍｏvａl of Blood，Inｃlｕdｉng Rｏutes anｄVolumes 良好得实验动物给药与采血(包括途径与体积)规范指南 Kａｒl-HeinzＤieｈl１，Rｏbin Huｌl2, David Mortｏn3，Ｒudolf Pｆiｓteｒ４, Ｙvon Ｒａｂｅmampiａni ｎa5， DaviｄSｍith6，*, Ｊeａｎ—MａｒｃＶiｄaｌ7 aｎd Cｏr ｖan de V oｒstenboscｈ8 1Aveｎtｉs,ＰO Ｂox 1140, D３５00１Marburg，Ｇeｒｍany 德国马尔堡市3５00１区1140信箱安万特公司 2N ＩB S C，Blaｎch Lａnｅ, Ｓｏuth Miimmｓ，PotｔｅrｓBaｒ, Heｒtｆｏrdｓｈire EN6 3QＧ 英国赫特福德郡ＥN63QＧ波特斯巴镇Sｏuｔh Miｉmms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3Ｔhe Uｎivｅrsｉtｙof Birmiｎｇｈam, Mｅdｉcａl Scｈｏｏｌ，Ｅdgbａston，Biｒmｉngham B15 2TT 英国伯明翰市B152TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 ４Novarｔｉs Pharma AＧ，CH－４０02 Basel, Sｗiｔzｅrlanｄ 瑞士巴塞尔CH—4002诺华制药公司 5CentrｅｄｅRecheｒｃhe Pｆizer，Etabliｓsｅment d’Ａmboise，Z1 Ｐoce′-suｒ－Cisse—BP１59 37401 Aｍboise Ｃeｄex,Fｒance 法国Ambｏiｓe Cｅdex Z1 Poｃe′－ｓur-Ｃisse—BＰ159 ３7401Etablissemeｎｔd’Ａmboｉｓｅ辉瑞研究中心 ６ＡsｔｒaＺenｅca R＆D Charnwood，BａkewｅlｌRoad，Ｌoｕgｈborough, Leics ＬE1１5ＲH 英国莱斯特郡LE11 ５RH拉夫堡市贝克韦尔路Ｃｈaｒnwood阿斯利康研究中心 7Aveｎｔis，102Route de Noisy，95235Rｏmainvｉｌle Ce′ｄex, Franｃe 法国ＲomａinviｌlｅＣｅ′dｅｘ952３5 Noｉｓy路10２号安万特公司 8N V Oｒgａnon, PO Ｂox 20，5340BH Oss，Netｈeｒlands 荷兰BＨOss5３40 2０号信箱欧加农公司 Key words:bｌood volumes；blood remｏvａl;admiｎistｒatioｎsubstancｅs；ｌaboｒatory aｎimals; refineｍeｎt、 关键词：血容量;采血;给药；实验动物；简化 Ｔhiｓartｉcle iｓthe result oｆan inｉｔiａtivｅbｅtｗeen ｔhｅＥuroｐean Federatｉoｎof PharmaceutiｃaｌIｎdusｔｒiｅs Asｓｏcｉａtｉoｎs (ＥＦＰIA) and tｈe Euｒoｐeａn Centre fｏｒthe Ｖa ｌｉdａtiｏn oｆAｌtｅrnative Ｍｅthｏds （EＣVＡM）、Ｉts objeｃtｉｖeｓａre tｏprｏviｄｅthe resear ｃheｒin the ｓａfｅtｙeｖａluation ｌaboratｏry with an uｐ-tｏ—date, eａsｙtｏ－use set of data sheetｓto aid iｎthe ｓtｕdｙdｅｓigｎｐroｃess whilst aｔthe sａme timｅａfｆording maximum w

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. １．取少量血 ａ．尾静脉大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 d．舌下静脉兔 e．腹壁静脉青蛙、蟾蜍 f．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅 ２．取中量血 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫 ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫 ｃ．耳中央动脉兔 ｄ．颈静脉狗、猫、兔 ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠 ｆ．断头大鼠、小鼠 ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅 ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅 ３．取大量血 ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球大鼠、小鼠 采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小鼠0.2 0.3 大鼠 1 2 豚鼠 5 10 兔10 40 狼狗100 500 猎狗50 200 猴15 60 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

兔采血实验操作方案

兔心脏采血及血样初诊实验操作方案 一、实验目的 为培养学生崇尚科学，勇于实践的精神，提高参赛选手动物临床的实际操作能力，特在比赛中设置兔心脏采血及血样初诊实验操作。 二、前期准备 1.实验动物：家兔，五只；选骨骼粗壮、肌丰满, 肢形步态正常, 被毛光泽、丰厚, 举止灵活, 头颈姿势端正, 眼睛亮而有神, 无眼、鼻分泌物的健康雄性家兔。 2.实验所需器材：桌子3张，保定架3个，粗棉绳20根，剪刀3把，注射器6个，针头6个，载玻片10张，推片10张，酒精灯4个，姬姆萨染料4份，普通光学显微镜2台，可放大至屏幕显微镜1台， 3.邀请嘉宾：病理老师，生理老师 二、操作流程： 1.兔的抓取:缓慢轻轻靠近兔子,先用一只手抓住兔子颈部皮肤,另外一只手托住后肢抱起靠在操作者胸前。由团队中低年级同学完成。 2. 兔的保定：取仰卧保定于固定台, 用绳系牢四肢, 使头颈伸直为防止采血时兔挣扎, 助手一手拽耳固定头部, 另一手抓住兔腿, 固定后躯。由团队中低年级同学完成。 3.采血方法： (1)确定心脏的生理部位。家兔的心脏部位约在胸前由下向上数第三与第四肋骨间。 (2)选择用手触摸心脏搏动最强的部位（图示剑状软骨左侧），去毛消毒。 (3)将稍微后拉栓塞的注射器针头由剑状软骨左侧呈300 -450刺入心脏，当家兔略有颤动时，表明针头已穿入心脏，然后轻轻地抽取，如有回血，表明已插入心腔内，即可抽血；如无回血，可将针头退回一些，重新插入心腔内，若有回血，则顺心脏压力缓慢抽取所需血量。一个团队需由两个人各采血10ml。 4.血液涂片、染色：取1滴，置载玻片一端，取另推片，向前平稳均匀推动推片，载片上便留下一层薄血膜。干燥后，用姬姆萨染料染色。可制作三张涂片，选出最满意的一张。 （以上四项操作必须在十五分钟之内完成，具体顺序由参赛者自己决定。若两人都未能从心脏采出血液，可从兔耳静脉采血图片，但无采血操作分。）

常见动物采血及鸡解剖规程汇总

鸡只解剖基本要点（修订稿） 1. 体表检查 口腔、体表皮肤、脚鳞、鸡冠等查看 2. 打开体腔 2.1 用消毒液将尸体浸泡，将鸡背位仰卧，用手术剪开腿腹之间的皮肤，将股骨头与髋臼分离（1），使两腿平放在操纵台上。查看腿肌（2）。 2.2 将皮肤与其下面的胸肌分离开，观察胸肌（3）并进行体表消毒。 2.3 从胸骨末端的正后方腹部先作一切口，然后在胸骨两边沿着胸骨板的尾端延展切口（4），向前剪断锁骨。注意不要剪着肝脏。 3.消化道检查 3.1向上提起胸骨，与下面的内脏分开，暴露内脏，检查胸骨的内面以及各内脏器官的外观。 3.2在将内脏从体腔取出之前先仔细检查内脏外表，看看有无气囊炎的症状。 3.3 检查肝脏（5），脾脏（6）。 3.4 剪开肛门周围的皮肤，观察泄殖腔和法氏囊（7）。 3.5 检查胰腺（8）。 3.6 从食管下部或腺胃处剪断，取出消化道。 3.7 检查腺胃和肌胃（9）。 3.8 检查肠道（10）有无出血、溃疡等。 4.检查呼吸系统 4.1打开气管，检查粘膜情况（11）。 4.2原位检查肺（12）的情况，然后从肋骨部取出肺，检查有无脓肿或出血。 5.检查心脏和主要血管 5.1检查心包囊（13）中液体是否增多。 5.2检查心肌（14），心内膜和冠状动脉有无出血。 6.检查泌尿生殖系统 查看肾和输卵管（15）。 7.检查神经系统 检查坐骨神经（16），看看有无因马立克氏病导致这些神经不规则增厚。 注：解剖过程中检查顺序可有所改动，但上一步的检查不得给下一步检查造成困难和给采样造成污染。

选手姓名：总分合计：分裁判员： 鸡采血方法 1.剪破鸡冠可采血数滴供作血片用。 2.静脉采血将鸡固定，伸展翅膀，在翅膀内侧选一粗大静脉，小心拔去羽毛，用碘酒和酒精棉球消毒，再用左手食指、拇指压迫静脉心脏端使该血管怒张，针头由翼根部向翅膀方向沿静脉平行刺入血管。采血完毕，用碘酒或酒精棉球压迫针刺处止血。一般可采血10～30ml。少量采血可从翅静脉采取，将翅静脉刺破以试管盛之，或用注射器采血，； 3.心脏采血若需较大量血，还以采心血为好，用手指将心脏部位向下推，从三角形的锁骨窝的中央部与脊椎平行方向进针，刺入心脏，采血。也可将鸡侧位固定，右侧在下，找