脂肪细胞分化方法 3T3-L1 Differentiation Protocol
3T3-L1 Differentiation Protocol
Step 1: 3T3-L1细胞传代于35或60-mm培养板中，使用DMEM-F12培养基培养2 day（以此为基点，即：诱导分化的第0 day）。
Step2: 使用诱导液I诱导3T3-L1分化。加入配制好的诱导液I于
3T3-L1细胞中，培养2 day（诱导分化的第2 day）。
诱导液I：0.5m M IBMX;
0.25 μM地塞米松；
1μg/ml insulin;
含10% FBS 的DMEM-F12。
Step3: 使用无血清培养基清洗细胞，去除残余的IBMX和地塞米松。使用诱导液II诱导细胞分化，并培养2 day （诱导分化的第4 day）。诱导液II：
1μg/ml insulin;
含10% FBS 的DMEM-F12。
Step4: 最后用普通DMEM-F12培养基培养并每2 day 换一次液。Step5: 每次实验前，用serum-free DMEM-F12 或KRP buffer 培养单层细胞2 h。
Step6: 用于实验的脂肪细胞应该在诱导分化后的8-12 day之间为宜。这样的条件下≥ 95%的细胞表现为脂肪细胞的表型。
Step7: Oil Red O staining
鉴定分化后的脂肪细胞内的脂质，可以使用油红染色。细胞用PBS
轻轻冲洗2次，使用10 %的formalin或4% paraformaldehyde 室温固定30 min。固定后的细胞使用新配制的Oil Red O solution 染色（注意避光）1 h，之后只用蒸馏水轻轻冲洗3次，最后观察结果。
Oil Red O solution 配制：0.5%（W/V）的Oil Red O-异丙醇溶液。取0.5%的Oil Red O-异丙醇溶液6份，加入4份的蒸馏水，配制成Oil Red O solution。
Step8: 获得结果并进行后期处理。
Other protocol can be used:
美国密歇根大学的3T3-L1细胞分化的PROTOCOL(非常详细)
3T3-L1 Differentiation Protocol
MATERIALS
Dulbecco's Modified Eagles Medium (DMEM; GibcoBRL-Cat# 11965-084: high glucose, with L-glutamine, with pyroxidine HCl, without sodium pyruvate)
Calf Serum (GibcoBRL-Cat#16170-078/Lot #1060198)
Fetal Bovine Serum (GibcoBRL-Cat# 10437-028/Lot # 1026566)-filter sterilize (0.22um filter) before mixed into DMEM
Isobutylmethylxanthine (IBMX; Sigma I-7018)
Dexamethasone (Sigma D-4902)
Insulin (Bovine; Sigma I-5500)
MEM Sodium Pyruvate (100mM; GibcoBRL Cat#11360-070)
Pen/Strep/Glutamine (100x P/S/G; GibcoBRL Cat#10378-016)
SOLUTIONS
10% Calf Serum/DMEM
60mL Calf Serum
6mL 100mM MEM Sodium Pyruvate
6mL 100x P/S/G
500mL DMEM
10% FBS/DMEM
60mL Fetal Bovine Serum (Filter Sterilized)
6mL 100mM MEM Sodium Pyruvate
6mL 100x P/S/G
500mL DMEM
IBMX Solution (make fresh)
a)Dissolve IBMX in a solution made of 0.5N KOH to a final concentration of 0.0115g/mL.
b)Filter sterilize through a 0.22 mm syringe filter.
Insulin Stock Solution
167 uM (1mg/mL) in 0.02M HCl
Filter sterilized through 0.22 mm filter
Can store at -20C for long term, 4C short term.
Dexamethasone Stock Solutions
Freezer Stock: 10mM of Dex in 100% ethanol (store at -20C)
Working Stock: Dilute Freezer stock to 1mM in PBS
Filter sterilize and store at 4C.
MDI Induction Media (10mL/10cm plate; 5mL/6cm plate)
To required volume of 10% FBS/DMEM add:
1:100 IBMX
1:1000 Insulin
1:1000 Dexamethasone working stock
Insulin Media (10mL/10cm plate; 5mL/6cm plate)
To required volume of 10% FBS/DMEM add:
1:1000 Insulin
METHOD
Preadipocyte maintenance and passage:
We plate the cells in 10% CS/DMEM on treated polystyrene culture dishes from Corning (Cat#430167) and incubate them at 37C in 10% CO2. It is important to feed the preadipocytes every couple of days and avoid letting them get too confluent (>70%), if you want to continue to passage them and differentiate them at a later date. So, take care to split them appropriately. They can be split as far as 1:15, though we usually do 1:10 or less depending on need.
Adipocyte Differentiation Protocol:
1. Grow preadipocytes to confluency in 10% calf serum/DMEM
2. Two days post confluency (DAY 0) stimulate the cells with MDI induction media. You will notice a distinct change in the morphology of the cells (become more spindly) in the next 2 days.
3. Two days after MDI (DAY 2) change the media to Insulin Media. The media will begin to get more viscous as free fatty acids are produced by the cells and secreted into the media.
4. Two days later (DAY 4) change media to 10% FBS/DMEM. Feed cells with 10%
FBS/DMEM every two days. Full differentiation is usually achieved by DAY 8.
诱导分化成熟脂肪细胞方案
Sigma的试剂：IBMX（Sigma I-7018) Dexamethasone (Sigma D-4902) Insulin (Bovine; Sigma I-5500) gibco血清：小牛血清(GibcoBRL-Cat#16170-078/Lot #1060198) 胎牛血清(GibcoBRL-Cat# 10437-028/Lot # 1026566) 培养基DMEM;（GibcoBRL-Cat# 11965-084） MEM Sodium Pyruvate (100mM; GibcoBRL Cat#11360-070) Pen/Strep/Glutamine (100x P/S/G; GibcoBRL Cat#10378-016) 一: 本次3T3-L1细胞共一25cm3培养瓶消化后传代分为2个10cm培养皿，3天后每个10cm皿分别传代3个10cm皿。共6个10cm皿，将其中5个皿细胞冻存于-80°，将一个10cm皿中3t3-l1细胞分别接种于一个6孔板一个12孔板其中4孔和2个10cm皿，待2个10cm皿中细胞铺满90%后消化冻存于-80。 二：6孔板和12孔板4孔即将用于分化。两者均在细胞铺满90%左右接触抑制2d开始加诱导剂，诱导方案严格按照之前计划的施行，诱导剂①培养2d后换为诱导剂②培养2d，后换诱导剂③培养，以后每48h换液，均采用诱导剂③，8天左右即可看到脂滴，此次整个诱导过程共用14天，出脂滴后继续48h换液，目的主要是获得更多的脂肪细胞。 三：3t3-l1诱导分化过程整体较为顺利，之前考虑到的诸如细胞可能贴壁不牢，易漂浮的情况基本未出现（漂浮很少），诱导剂配置过程中由于剂量极低，担心的浓度不准问题，后证明对分化影响不是很大。 一、诱导液配制 1、4,3-异丁基-1-甲基黄嘌呤溶液（IBMX）配制。分子量222，几乎不溶于水，现配现用，过滤除菌。100×母液（50mmol/L）：IBMX+940ul超纯水+60ul 1mol/L KOH。每毫升培养基加10ul IBMX.
肿瘤细胞培养方法和培养基
肝癌细胞培养 一、培养基 1、RPMI-1640+10%胎牛血清培养基 2、DMEM+15%胎牛血清培养基 成分表
二、实验前准备工作: 操作者的皮肤、培养瓶的盖和外壁常用酒精消毒。用紫外线消毒实验室空气、工作台面和一些不能使用其他方法消毒的培养器皿。进无菌室前或做完实验后，均应开灯照射30min进行消毒。紫外线照射60min可以消灭空气中大部分细菌。 1、玻璃器皿的清洗灭菌（5％盐酸溶液、重鉻酸钾120ml、硫酸200ml、蒸馏水200ml）：（1）浸泡:新使用或重复使用的玻璃器皿须经5％盐酸溶液或自来水浸泡过夜或煮沸30min，水洗。以去除新购进玻璃器皿所带有灰尘、铅、砷等物质，并消除其弱碱性。 （2）刷洗:浸泡后用软毛刷和优质的洗洁精进行刷洗。刷洗后经行烘干。 （3）酸浸:刷洗后的玻璃制品酸浸前须适当晾干或烘干，以免造成酸浸液稀释，影响效果。将玻璃制品完全浸泡入清洁液中24h。清洁液具有极强酸蚀作用，操作过程需戴防护用具。（4）冲洗、烘干备用:浸酸后的玻璃器皿先用自来水充分冲洗，吸管需冲洗10min，器皿需每瓶灌满自来水、倒掉反复10次以上，不留任何酸浸液残迹，然后用蒸馏水漂洗2～3次，将清洗好的玻璃器皿放入烘干箱中，烘干后的玻璃器皿要求干净透明，无油烟，不能残留任何有害物质及化学药品等。 （5）包装灭菌:器材经清洗烤干或晾干后，先应严格包装，然后再行消毒灭菌处理，以防止消毒灭菌后再次遭受污染。包装材料常用包装纸、牛皮纸、硫酸纸、棉布、铝饭盒、玻璃或金属制吸管筒、纸绳等。
2、橡胶制品清洗消毒： 0.5mol/L NaOH煮沸15分钟，流水冲洗，0.5mol/L HCl煮沸15分钟，流水冲洗，自来水煮沸2次，蒸馏水煮沸20分钟，50℃烤干备用 3、塑料制品的清洗消毒（瓶盖、离心管）： 使用器皿后立即用清水清洗，浸于自来水过夜，用纱布或棉签和50℃清洗液刷洗，流水冲洗，晾干，浸于清洁液15分钟，流水冲洗（15－20遍）,蒸馏水浸洗三次，双蒸水泡24小时，晾干备用。 三、细胞复苏： 冻存细胞保存管保存在液氮中（-196℃），取出保存管后必须快速冷冻，以避免冰晶重新结晶而对细胞造成伤害，致使细胞死亡。在冻存细胞的保存管中含有对细胞有毒害的成分DMSO,故在解冻应马上将其去除。在冷冻活化前应在无菌台上将细胞培养液配好，然后将保存管从液氮中取出，放于37℃的温水中快速使细胞解冻。解冻后悬液快速移入培养液中混匀，离心去掉上清液，再加入细胞培养液。 实验人员穿上无菌实验室操作服用酒精喷于手上消毒，然后就位用酒精棉球擦拭实验台（1）取一15ml离心管用滴管在其内滴加5--9ml培养液（取8ml）。 （2）从液氮罐中取出冻存管，并迅速放入37℃水浴，不时摇动，使其急速融化，30～60s 内完成。 （3）冻存管用70％酒精擦拭消毒后，打开盖子，用吸管将细胞悬液转移入上述离心管中（用培养基把冻存管洗一遍，把粘在壁上的细胞都洗下来）。 （4）低速离心(1000r／min) 5min，去上清后再用8ml培养液再清洗离心一次。 （5）离心后倒掉上清液，在离心管中滴加3ml培养液（RPMI-1640），混匀（可用滴管轻柔吹打）。 （6）将离心管中的混合液转移到培养瓶中，并在培养瓶中滴加15滴10%小牛血清，盖上瓶盖，标好细胞种类和日期、培养人姓名等，将培养瓶平放，置于37°C培养箱中培养。2-3天换一次培养基。 四、细胞传代： 当观察到培养瓶中细胞铺满度为90%时（细胞生长处于对数期时），解冻复活成功后的细胞要进行分离培养，否则细胞会因生存空间不足或密度过大，营养障碍，影响细胞生长。细胞由原培养瓶内分离稀释后传到新的培养瓶中培养的过程称之为传代培养。传代细胞细胞株的最大利处在于提供了大量持久的实验材料，便于实验。 （1）试验台的消毒工作准备好，弃去旧培养液，用PBS液（不含钙，镁离子）洗1-2次，以免剩余培养液影响胰蛋白酶活性。（细胞贴壁生长）。 （2）向瓶内加入1ml消化液（0.25%Trypsin-0.53mEDTA），置于37℃孵箱或室温（25℃温度）下进行消化，1--3min后把培养瓶放在倒置显微镜下进行观察，当发现胞质回缩、细胞间隙增大后，应立即中止消化（将培养瓶翻转过来，以保证细胞没有脱壁）。 备注：若细胞没有脱壁，生长良好，则直接倒掉消化液，加培养液8ml，离心收集细胞；若发现很多细胞已解离已脱壁（即解离过度），则直接加培养液进行离心收集细胞。 （4）倒出消化液，向瓶内用滴管加入培养液少量（约2ml），轻轻转动培养瓶，把残留胰蛋白液消化液冲掉，然后再加3ml培养液+15滴小牛血清。 （5）使用吸管，吸取瓶内培养液，按顺序反复轻轻吹打瓶壁细胞，使之从瓶壁脱离形成细胞悬液。吹打时动作要轻柔，以防用力过猛损伤细胞。 （6）将准备好的细胞悬液转入离心管中，离心(1000r／min) 5min。 （7）将离心后离心管中液体倒掉，在离心管中加入3ml培养液，并反复吹打细胞，制成细胞悬液。
细胞培养基本方法.docx
1?操作台基本要求: S ii. ??*SΛl-≤手的工作A通冈禹基也布局α *!!崗左芋￡丄fTAβ^WLJt禺整丄fl-??' 上豹品矿播班苗 2?随着传代次数的增加，连续培养细胞系遗传物质不稳定，不得将细胞存放于-20C 或-80C冰柜中，因为细胞存在次低温条件下活力迅速降低。 3.细胞污染： (1)细菌污染 A S 佛3相差&Λ凰示旳螯主长的丄S ??tfΛ?t i li??- 1EfeS??T可见Iii垦壬庭司的区14存査■ ??S?????^ffi?1但是?
(2)酵母污染 阴站.M栢差圉煙昱示J?壁增齐的23」迄無蛍醉母污果?陌集的H*??ffl胞呈髓兀电貶也??!???生屮转Ke e JH* I (3)霉困污染 初期PH值维持稳定，污染严重后PH值迅速升高，导致培养基浑浊。 (4)病毒污染 一般不会对与其宿主物种不同的细胞培养物造成不良影响，通过电子显微镜检查、一组抗体的免疫染色，ELISA实验或者采用适当病毒引物的PCR技术可以检测出细胞为病毒污染。 (5)支原体污染 唯一检测支原体污染的方法是采用荧光染色、ELISE PCR免疫染色、放射自显 影 4.抗生素只能作为对付污染的最后手段而且只能短期使用，并应尽快撤出 5 ?适合贴壁的细胞和悬浮的细胞
6.基础培无血清培养基 7.PH值：大多数正常哺乳动物细胞系PH为7.4; 成纤维细胞系适合轻度偏碱 （pH747?7） Sf9和sf21等昆虫细胞系最适合在PH值为6.2的环境中生长 8.温度：大多数人和哺乳动物细胞系在36C至37C最佳 昆虫细胞在27C为最佳禽类细胞在38.5C最佳冷血动物（15C -26C） 9.动物细胞形态划分： 成纤维细胞，贴附生长上皮样细胞呈多角形，贴附淋巴母细胞样细胞呈球形，不贴附特殊形态： I型有长突触 U型没有轴突 10.细胞增长模式
细胞培养方法
细胞株(系)细胞复苏 (1)戴手套，从液氮罐中取出冷冻管。 (2)迅速放入38℃水浴中，并不时摇动，在1分钟内使其完全融化。 (3) 紫外消毒30min后关闭紫外灯，开启超净台正常工作状态，用酒精消毒操作者的双手。将所需的培养基确保瓶身干净后放于工作台面内，点燃酒精灯，将培养基瓶口用酒精棉球擦拭后，再将瓶口对准在酒精灯上消毒2-3次，旋开瓶盖后再次分别消毒瓶口和瓶盖，分别放于酒精灯的两侧。特别是将培养基瓶放于斜架上，瓶口对准酒精灯，且放在距离酒精灯最近的位置，瓶盖置于酒精灯的另一侧。然后在无菌下取出细胞。冻存管用75%酒精擦拭消毒后，打开盖子，用吸管将细胞悬液注入离心管中，再滴加10ml培养液。 (4)在1000r/min速度下离心5～10分钟，弃去上层液，加入适量培养液后接种于培养瓶中，接种浓度1×109/L，置37℃温箱静置培养，次日更换一次培养液，继续培养，观察生长情况。若细胞密度较高，及时传代。或无需离心直接将细胞加入瓶中，并加入培养基贴壁培养12～24小时后，充去上清，换入新鲜培养基继续培养。加入的培养液的量依冻存的细胞数量，如果冻存数量为106，则稀释10倍使细胞达到105即可。 注意事项 在细胞复苏操作时，应注意融化冻存细胞速度要快，可不时摇动安瓿或冷冻管，使之尽快通过最易受损的温度段(-5～0℃)。这样复苏的冻存细胞存活率高，生长及形态良好。然而，由于冻存的细胞还受其他因素的影响，有时也会有部分细胞死亡。此时，可将不贴壁、飘浮在培养液上(已死亡)的细胞轻轻倒掉，再补以适量的新培养液，也会获得较为满意的结果。 细胞换液 （1）贴壁细胞（包括半贴壁细胞的换液） 紫外消毒30min后关闭紫外灯，开启超净台正常工作状态，用酒精消毒操作者的双手。将所需的培养基确保瓶身干净后放于工作台面内，点燃酒精灯，将培养基瓶口用酒精棉球擦拭后，再将瓶口对准在酒精灯上消毒2-3次，旋开瓶盖后再次分别消毒瓶口和瓶盖，分别放于酒精灯的两侧。特别是将培养基瓶放于斜架上，瓶口对准酒精灯，且放在距离酒精灯最近的位置，瓶盖置于酒精灯的另一侧。
p27Kip1在神经前体细胞分化中的作用
p27Kip1在神经前体细胞分化中的作用 作者：许秋岩张海燕赵咏梅 【关键词】 p27Kip1；神经前体细胞；细胞周期；分化 脊椎动物的神经系统发育过程是由细胞增殖与分化共同协调完成的，细胞周期调控蛋白参与了神经系统细胞周期的调节。受细胞周期调控蛋白严格调控的作用，多潜能神经前体细胞分化为神经元和神经胶质细胞，并在特异性形成的过程中，一些细胞周期调节蛋白起了关键的作用。p27Kip1作为细胞周期蛋白激酶抑制剂（CKI）家族的重要成员已经被广泛研究。本文将对p27Kip1在神经前体细胞分化中的作用及其调节机制作一综述。 1 p27Kip1与cyclins/CDKs结合促使细胞分化 在细胞分化过程中，G1期所有的周期蛋白激酶(CDKs)的活性都是降低的，在很多细胞的分化过程中都能观察到CKIs的聚集，作为CKIs家族主要成员的p27Kip1在细胞分化中发挥了关键的作用。p27Kip1是1994年由Polyak等〔1〕首先发现的一种周期蛋白依赖性激酶抑制剂，参与细胞周期的负向调控。p27Kip1能与很多细胞周期蛋白（cyclins）/CDKs结合，但主要与cyclinD/CDK4/6、cyclinE/CDK2结合，同时它对每种cyclins/CDKs活性的抑制也不同，对cyclinE/CDK2的抑制作用最强，cyclinD/CDK4次之，cyclinA/CDK2再次之，cyclinB/CDK2最弱。它的主要作用机制是与cyclins/CDKs 结合形成三聚体，并通过至少两个环节抑制cyclins/CDKs的活性：一方面，p27Kip1能够与CDK的亚单位结合，抑制CDK激活激酶 (CAK)
细胞培养操作步骤
培养基的配置：基础培养基500ml+胎牛血清50ml+双抗5ml 冻存液的配置：DMS018ml+胎牛血清2ml。 依次比例酌量配置。 超净工作台常规配置 移液器1套（2.5小20 d、200 pl> 1ml）,酒精灯1盏，液器1台，斜架1台， 酒精喷壶 1 个，酒精棉球缸 1 个，污缸 1 个， 常规耗材：培养瓶（50 cm 2）,定量移液管（5ml、10ml）,枪头（1ml、200小 10 d）,培养皿，6/24/48/96孔板，医用脱脂棉球，保种管 所需试剂：gibco高糖培养基，胎牛血清，双抗，DMSO,胰酶，苯扎溴氨，75% 酒精…… 实验前准备： 所需的各项高压后的耗材放于超净工作台内，用酒精喷壶喷洒实验台面，并关闭工作台打开紫外灯照射30min 后开始实验操作。 首次传代前细胞的复苏，首先用一大烧杯盛满37C的温水放于液氮罐旁边，待 细胞株取出后留上端1/3于37C水面上尽最大速摇动管使其在2min内迅速融化。若 种管顶部含有冻存的细胞液在摇动期间用力甩动使其降于管底后再摇动。这一过程可在超净工作台外操作。 实验步骤 一、原代细胞的培养 1. 紫外消毒30min 后关闭紫外灯，开启超净台正常工作状态，用酒精消毒操作者的 双手。 2. 将所需的培养基确保瓶身干净后放于工作台面内，点燃酒精灯，将培养基瓶口用酒 精棉球擦拭后，再将瓶口对准在酒精灯上消毒2-3 次，旋开瓶盖后再次分别消毒瓶口和瓶盖，分别放于酒精灯的两侧。特别是将培养基瓶放于斜架上，瓶口对准酒精灯，且放在距离酒精灯最近的位置，瓶盖置于酒精灯的另一侧。 3. 取1 个高压后的新培养瓶，瓶口在酒精灯上消毒2-3 次，旋开后分别再次消毒瓶 口和瓶盖2-3 次分别放于酒精灯两侧，把保种管在超净台外用酒精棉球擦拭下2/3 后拿进超净台内在酒精灯上消毒保种管口2-3次放于台面左手边，取1ml 移液器快速移动在酒精灯上消毒1-2 次，然后再装上枪头吸取保种管内的细胞液，悬空移入培养瓶内。 4. 拿出1 支高压后的5ml 定量移液管，在酒精灯上灼烧尾部后装于电动移液器上， 再次放于酒精灯上灼烧整个定量移液管管身2-3 次，悬空进入培养基瓶内吸取4ml 培养基再悬空移入培养瓶内，将培养瓶瓶口和瓶盖在酒精灯上消毒2-3 次后拧紧平放，在瓶身做好实验标记。 5. 将培养基瓶口和瓶盖消毒2-3 次后拧紧，熄灭酒精灯，整理实验台面，取出实验试 剂及污缸等，关闭超净工作台。 6?将培养瓶放于28C,5%CO2的培养箱内培养，旋开瓶口少许。注意整个培养箱底托盘内一定要放高压后的水，且定期更换确保无菌。 在CO2培养箱内培养10-12h，瓶盖拧紧后拿出培养箱，置于荧光倒置显微镜下观察细胞贴壁情况，及细胞形态。最后更换培养液。 、培养液的更换
脂肪细胞的基础知识
脂肪细胞的基础知识 脂肪细胞的生长全过程及其形态变化脂肪母细胞，是指能向脂肪细胞分化的ADSCs在激素、生物活性因子、寒冷等因素刺激下均能逐渐分化成为单能干细胞。它可保持着干细胞增殖活跃的特性，脂肪母细胞再进一步分化为前脂肪细胞，即通常人们所说的脂肪细胞前体。前脂肪细胞再经历细胞融合、接触抑制和克隆扩增等步骤启动向成熟脂肪细胞分化，并在胰岛素、地塞米松等诱导剂作用下完成向成熟脂肪细胞的分化。全过程可以表示为：多能干细胞——脂肪母细胞——前脂肪细胞——不成熟脂肪细胞——成熟脂肪细胞。生长期前脂肪细胞的形态与成纤维细胞相似，经诱导分化，其细胞骨架和细胞外基质发生变化，开始进入不成熟细胞向成熟细胞转变。细胞形态由成纤维细胞样逐渐趋于类圆或圆形，胞体逐渐增大，胞质中开始出现小脂滴，脂质开始累积，以后小脂滴增多并融合为较大的脂滴，可经油红“O”染色等方法于显微镜下显色，从而获得成熟脂肪细胞的形态特征。此时的细胞无分裂增殖能力，为脂肪细胞分化的终末阶段。 张高娜,梁正翠.动物脂肪细胞的研究进展[J].饲料工业,2009,30(2):42-44. 脂肪细胞由起源于中胚层的间充质干细胞逐步分化形成,按间充质干细胞→脂肪母细胞→前脂肪细胞→不成熟脂肪细胞→成熟脂肪细胞的过程发展。前脂肪细胞在多种转录因子调控下,激活脂肪组织相关基因,并在这些基因的顺序性调控下,经一系列复杂的步骤分化为成熟脂肪细胞。 张艳.脂肪细胞分化过程中的分子事件[J].儿科药学杂志,2008,14(1):56-57.
间充质干细胞 概念： 不同文献中，分别命名为抽脂处理细胞（processed lipoaspirate cells, PLA），脂肪基质微管碎片细胞（stromal vascularfraction cells, SVF），脂肪组织源基质细胞（adipose-tissue derived stromal cells, ATSCs），脂肪源中胚层干细胞（adipose-derived mesodermal stem cells, ADMSCs）等。这些不一致的名称均指从脂肪组织中分离的、可在体外大量扩增并具有多向分化潜能的细胞。 李惠侠,屈长青. 脂肪组织源性干细胞研究进展[J]. 生理科学进展,2007,38(2) 脂肪细胞是由起源于中胚层的间充质干细胞(mesenchymal stem cell, MSC)逐步分化、发育而来，MSC主要分布于脂肪组织和骨髓中。脂肪细胞不同发育阶段的两类细胞系为多能干细胞系和前体脂肪细胞系，前者为不定向的细胞系，能转变为稳定的脂肪细胞、肌细胞和软骨细胞，后者为定向的细胞系，是目前体外研究脂肪细胞分化应用最为广泛的细胞系。 庞卫军,李影. 脂肪细胞分化过程中的分子事件[J]. 细胞生物学杂志,2005,27: 497-500. 脂肪来源的间充质干细胞(adipose tissue derived mesenchymal stem cells, ADMSCs) 间充质干细胞(mesenchymal stem cells, MSCs)具有自我更新及多向分化潜能,是一种 具有潜力的组织工程种子细胞。目前研究得比较多的是骨髓来源的MSCs,但骨髓中的间 充质干细胞数量很少(约占细胞总数的1/105),且存在取材困难等问题。MSCs广泛分布于 其他组织中,包括肌肉、血管、肝脏、胰腺和脂肪等。 ADMSCs表面有CD29、CD44、CD71、CD90、CD105/SH-2、SH-3、STRO-1等多 种抗原标志。 李冬艳,宇丽. 脂肪来源的间充质干细胞分离方法的改进[J]. 暨南大学学报(医学版),2007,28(6). 脂肪源性干细胞（adipose-derived stem cells，ADSCs） Zuk等从脂肪组织中分离出了一种成纤维细胞样细胞，它与骨髓间充质干细胞(MSCs)形态相似，称之为脂肪干细胞（ADSCs)，平均每300 ml脂肪组织可获得2×108～ 6×108个这样的细胞。ADSCs和MSCs具有相同的表现型，对CD29、CD44、CD71、 CD70、CD105/SH2和SH3为阳性反应，对CD31、CD34和CD45为阴性反应。此外， 它们还具有各自特征性的表达分化抗原：ADSCs具有特征性表达分化抗原CD49d，而MSCs具有特征性表达分化抗原CD106。 张高娜, 梁正翠. 动物脂肪细胞的研究进展[J]. 饲料工业,2009,30(2) 间充质干细胞（mesenchymal stem cells，MSCs）是一类具备干细胞特点的细胞系，具有自我更新能力、长期的活性和多系分化潜能。 脂肪来源的间充质干细胞（adipose tissue-derived mesenchymal stem cells，ADSCs），以其取材方便、来源丰富等多种优势逐渐取代骨髓间充质干细胞（bone marrow-derived mesenchymal stem cells，BMSCs）。 免疫表型：研究发现ADSCs主要表达CD13、CD44、CD73、CD90、CD105、CD106、CD166、CD29、CD49e和HLA-ABC，而不表达CD34、CD3、CD19、CD45、CD14、CD117、CD31、CD62L、CD95L和HLA-DR。这个结果和其他的MSCs几乎一致。但ADSCs与BMSCs也有差别：大部分BMSCs表达CD10，而表达CD10的ADSCs仅占5%～20%；几乎所有的ADSCs表达CD49f和CD54，而BMSCs极少表达。 周苏娜,张明鑫. 脂肪来源的间充质干细胞的生物学特征及临床应用[J]. 中国现代普通外科进展,2009,12(1). 不同细胞的表面标志是不同的，脂肪干细胞的表面标记为：CD9、CD10、CD13、CD29、CD10、CD44、CD49e、CD49d、CD54、CD55、CD59、CD90、CD105、CD107、CD146、
A549细胞培养方法
A549细胞的培养 A549细胞为人肺腺癌细胞，属于传代细胞系，可稳定地传代培养。一般用胰酶消化后，加入生长液稀释，以1:2~1:3传代培养都是可行的。 一、[所需溶液] 1、细胞冲洗液：磷酸盐缓冲液（PBS）——无Ca2+、Mg2+ NaCl 8.00 g； KCl 0.20 g; KH2PO4 0.20 g; Na2HPO4·12H2O 1.15 g 加水至1000mL，将pH调至7.4，高压灭菌。 2、消化液 （1）胰酶-PBS 结晶胰酶 2.5 g; 高压灭菌后的PBS 1000 ml 用磁力搅拌器搅拌均匀，使其完全溶解，通过0.22 μm的滤膜过滤除菌，分装备用，放置-20℃保存。 （2）胰酶—EDTA: 结晶胰酶0.5 g; EDTA盐溶液0.2 g 无Ca2+、Mg2+ PBS 1000 ml 用磁力搅拌器搅拌均匀，使其完全溶解，通过0.22 μm的滤膜过滤除菌，分装备用，放置-20℃保存。 3、细胞培养液：RPMI 1640培养液
配制方法： （1）将一袋干粉型RPMI 1640培养基溶于900 ml三蒸水中，冲洗包装袋两至三次倒入培养液中。 （2）加入丙酮酸钠0.1 g，NaHCO2 2 g以及双抗，加入磁力搅棒并置于磁力搅拌器上充分搅拌。双抗的配置浓度为100 U/ml 青霉素和100 U/ml链霉素。（一般市售的青霉素为80 万U/瓶，将其溶解于4 ml三蒸水中，每升培养液中加入0.5 ml；市售的链霉素为100 万U/瓶，将其溶解于5 ml三蒸水中，每升培养液中加入0.5 ml）。 （3）调整培养液的pH值，用pH精密试纸观察pH 7.2~7.4即可。 （4）过滤法除菌，所使用的滤器为O2加压过滤，0.22 μm滤膜，滤膜事先采用高压灭菌消毒。 （5）分装，加盖瓶塞，加封纱布报纸，用绳固定，放置-20℃保存。 二、［细胞的维持和培养］ 1、细胞的复苏 （1）准备一个盛有37℃温水的烧杯，从液氮罐中取出存有A549细胞的冻存管，放于37℃温水中，用镊子夹住轻轻摇动使其迅速融化。 （2）1000~2000 r，3~5 min离心。 （3）在无菌操作台中采用75%的乙醇彻底擦拭冻存管，然后打开冻存管，注意动作要轻柔。 （4）用1 ml枪头将上清液去除，加入1 ml预热的细胞培养液将细胞吹散开，转移至25cm2培养瓶中。 （5）补充4 ml的RPMI 1640培养基，并且添加10%的胎牛血清。 （6）倒置显微镜下观察，37℃、5%CO2培养。
前体细胞淋巴瘤(1)
B cell lymphoma DLBCL,37% FL,29% MALT,9% MCL,7% CLL,12% others T cell lymphoma PTCL,NOS,25.9% AITL,18.5% E/NK T cell lymphoma,10.4% ATLL,9.6% ALCL,ALK+,6.6% ALCL,ALK-,5.5% ETTL,4.7% Others,18.8% 这基本概括了淋巴瘤的相对发生率，由此可见，在B细胞淋巴瘤中，我们只要了解5种基本常见的淋巴瘤，就可以诊断大约95%以上的B细胞淋巴瘤；T细胞淋巴瘤的诊断相对复杂，分类也较多，一个原因是它与NK细胞来源的肿瘤被共同分在一组，还因为TCR的不同以及T细胞功能的多样化，导致了T细胞淋巴瘤在临床中的诊断相对于B细胞要困难一些。前面已经讲过分类的原则，是基于细胞分化所对应的阶段，还有一个重要原则就是预后和治疗手段。
前体细胞淋巴瘤 B淋巴母细胞淋巴瘤/B急性淋巴母细胞白血病 B淋巴母细胞淋巴瘤/白血病是来源于B前体细胞的肿瘤.前面已经讲解过淋巴瘤与白血病 的区别，即对于淋巴瘤的诊断来讲，当病变带有巨大肿块并表现为无外周血和骨髓或少量 外周血和骨髓浸润；当病变主要以骨髓和外周血浸润为主的情况下，诊断为白血病更为合适。但是如果既有巨大肿块又有骨髓病变应该如何来明确的区分两种诊断呢，WHO血液 系统分类将25%骨髓母细胞浸润来定义白血病。于髓系白血病相比，没有下线的限制，但 是通常如果母细胞少于20%的骨髓浸润，则应该避免诊断为白血病。 ALL： 75%的病例发生于小于6岁的儿童。全世界范围内的发病率在1-4.75/100,000人。遗 传性病变可能占有一小部分病例。 骨髓病变为主，通常具有外周血浸润。髓外浸润也很常见，如中枢神经系统，淋巴结，脾，肝和睾丸。 临床特征主要为血小板减少，贫血，中性粒细胞减少。白细胞计数可能减少，不变或 显著增加。淋巴结病变，肝脾肿大常见。骨痛和关节痛多见。 LBL： 主要为淋巴结或结外病变，最常见的侵犯部位有皮肤，软组织和骨。在无白血病相时 可能无症状，大多数病例为临床I/II级，头颈部表现较为常见，特别是儿童病例。骨髓和 外周血浸润可能存在，但是通常母细胞小于25%。 细胞形态学：组织切片表现为细胞中等大小，核圆形/椭圆形，或轻微的内陷，染色质 均质性弥散。核仁在不同病例中差异较大，有时不明显。有丝分裂情况也因为病例不同富 于变化。天星现象可见。低倍镜下主要是弥漫性生长，有时也呈现副皮质区生长，但较为 少见。在软组织切片上，肿瘤细胞呈单线排列，即single-file pattern。印片时，细胞可能 为小的带有少量细胞质和浓缩的核染色质肿瘤细胞，至大的中等量淡蓝染色的细胞质，弥 散的染色质及显著细胞核的大细胞。核圆形，不规则或呈回旋状。细胞质空泡可见，嗜天 青颗粒大约见于10%的病例。有时一些肿瘤细胞表现为“手镜”样（hand mirror cells）的 形态.
诱导分化成熟脂肪细胞方案
诱导分化成熟脂肪细胞 方案 集团标准化办公室：[VV986T-J682P28-JP266L8-68PNN]
Sigma的试剂：IBMX（Sigma I-7018) Dexamethasone (Sigma D-4902) Insulin (Bovine; Sigma I-5500) gibco血清：小牛血清 (GibcoBRL-Cat#16170-078/Lot #1060198) 胎牛血清(GibcoBRL-Cat# 10437-028/Lot # 1026566) 培养基DMEM;（GibcoBRL-Cat# 11965-084） MEM Sodium Pyruvate (100mM; GibcoBRL Cat#11360-070) Pen/Strep/Glutamine (100x P/S/G; GibcoBRL Cat#10378-016) 一: 本次3T3-L1细胞共一25cm3培养瓶消化后传代分为2个10cm培养皿， 3天后每个10cm皿分别传代3个10cm皿。共6个10cm皿，将其中5个皿细胞冻存于-80°，将一个10cm皿中3t3-l1细胞分别接种于一个6孔板一个12孔板其中4孔和2个10cm皿，待2个10cm皿中细胞铺满90%后消化冻存于-80。 二：6孔板和12孔板4孔即将用于分化。两者均在细胞铺满90%左右接触抑制2d开始加诱导剂，诱导方案严格按照之前计划的施行，诱导剂①培养2d后换为诱导剂②培养2d，后换诱导剂③培养，以后每48h换液，均采用诱导剂③，8天左右即可看到脂滴，此次整个诱导过程共用14天，出脂滴后继续48h换液，目的主要是获得更多的脂肪细胞。 三：3t3-l1诱导分化过程整体较为顺利，之前考虑到的诸如细胞可能贴壁不牢，易漂浮的情况基本未出现（漂浮很少），诱导剂配置过程中由于剂量极低，担心的浓度不准问题，后证明对分化影响不是很大。 一、诱导液配制 1、4,3-异丁基-1-甲基黄嘌呤溶液（IBMX）配制。分子量222，几乎不溶于水，现配现用，过滤除菌。100×母液（50mmol/L）： IBMX+940ul超纯水+60ul 1mol/L KOH。每毫升培养基加10ul IBMX.
常规细胞培养方法
常规细胞培养方法（原代培养和传代培养）初代培养 原理 将动物机体的各种组织从机体中取出，经各种酶（常用胰蛋白酶）、螯合剂（常用EDTA）或机械方法处理，分散成单细胞，置合适的培养基中培养，使细胞得以生存、生长和繁殖，这一过程称原代培养。 仪器、材料及试剂 仪器：培养箱（调整至37℃），培养瓶、青霉素瓶、小玻璃漏斗、平皿、吸管、移液管、纱布、手术器械、血球计数板、离心机、水浴箱（37℃） 材料：动物组织块 试剂：1640培养基（含20%小牛血清），0.25%胰酶，Hank′s 液，碘酒 初代消化培养法
1.准备：取各种已消毒的培养用品置于净化台面，紫外线消毒20分钟。开始工作前先洗手、75%酒精擦拭手至肘部。 2.布局：点燃酒精灯，安装吸管帽。 3.处理组织：把组织块置于烧杯中，用Hanks液漂洗2~3次，去除血污；如怀疑组织可能污染，可先置于含有青链霉素的混合液中3 0~60分钟。 4.剪切：用眼科剪把组织切成2~3毫米大小的块，以便于消化。加入比组织块总量多30~50倍的胰蛋白酶液，然后一并倒入三角烧瓶中，结扎瓶口或塞以胶塞。 5.消化：或用恒温水浴，或置于37℃温箱消化均可，消化中每隔20分钟应摇动一次，如用电磁恒温搅拌器消化更好。消化时间依组织块的大小和组织的硬度而定。 6.分离：在消化过程中见消化液发混浊时，可用吸管吸出少许消化液在镜下观察，如组织已分散成细胞团或单个细胞，立即终止消化，随即通过适宜不锈钢筛，滤掉尚未充分消化开的组织块。低速（500 ~1000转/分）离心消化液5分钟，吸出上清，加入适量含有血清的培养液。
7.计数：用计数板计数，如细胞悬液细胞密度过大，再补加培养液调整后，分装入培养瓶中。对大多数细胞来说，pH要求在7.2~7. 4范围，培养液呈微红色，如颜色偏黄，说明液体变酸，可用NaHC O3调整。 8.培养：置于36.5℃温箱培养，如用CO2温箱培养，瓶口需用纱布棉塞或螺旋帽堵塞，纱布塞易生霉菌，每次换液时需要换新塞。 初代组织块培养法 1.剪切：把组织小块置于小烧杯或青霉素小瓶中，用Hanks液漂洗二三次以去掉表面血污，吸静Hanks液，用眼科剪反复剪切1mm 3块为止。 2.摆布：用弯头吸管吸取若干小块，置于培养瓶中，用吸管弯头把组织小块摆布在培养瓶底部，小块相互距离以0.5cm为宜，每一2 5ml培养瓶底可摆布20~30块。 3.轻轻翻转培养瓶，另瓶底向上，注意翻瓶时勿另组织小块流动，塞好瓶塞，置36.5℃温箱培养2小时左右（勿超过4小时），使小块微干涸。 4.培养：从微箱中取出培养瓶，开塞，46度斜持培养瓶，箱瓶底脚部轻轻注入培养液少许，然后缓缓再把培养瓶翻转过来，让培养液
少突胶质前体细胞
少突胶质细胞前体细胞(OPCs)对髓鞘再生的影响 作者：裴星瑶 0905010326 动医093班 【关键词】少突胶质细胞；前体细胞(OPCs)；髓鞘再生；多发性硬化病（ＭＳ）；因素；炎症 髓鞘再生是一个在脱髓鞘的轴突上重新形成髓鞘的过程。在多发性硬化症中出现的非连续性髓鞘化，以及后继的轴突完整性丧失，使得增强髓鞘再生成为一个重要的治疗靶标。前体细胞(OPCs)分化为成熟的少突胶质细胞是髓鞘再生成功的一个关键步骤。而髓鞘再生遇到许多障碍，少突胶质细胞及其OPCs在的聚集不足或分化失败，受到了多种因素的调控。 少突胶质细胞前体细胞OPCs 募集：包括细胞活化、增殖和迁移，受多种信号系统调控。正常情况下，少突胶质细胞前体细胞存在于前脑脑室下区、后脑和脊髓的腹侧区，处于相对静止状态，数量也相对稳定。当CNS脱髓鞘时，OPCs被激活，体积增大，出现粘蛋白NG2阳性细胞标志。其中OPCs增殖与血小板源性生长因子(PDGF)关系密切。PDGF是胎儿OPCs的有丝分裂原，在脑发育阶段能调节OPCs数量。证明PDGF—Ot是调控OPCs增殖的重要因素。 分化：OPCs达到一定数量，即停止增殖并进入分化阶段。OPCs的分化是指在裸露的轴突周围，OPCs形成了能生成新的髓鞘的少突胶质细胞及其它胶质细胞的过程。 少突胶质细胞前体细胞(OPCs)及少突胶质细胞介导在中枢神经系统(CNS)中起着重要的作用，髓鞘再生是脱髓鞘疾病发生后的重要修复方式，其过程中OPCs 分化形成具有功能性的少突胶质细胞，而少突胶质细胞形成髓鞘。近来研究表明，前体细胞也可以分化成为星形胶质细胞，小胶质细胞等其它神经胶质细胞，但少突胶质细胞是形成中枢神经系统有髓神经纤维髓鞘的重要形成细胞，包裹髓磷脂于中枢神经的轴突周围，而且目前有大量的间接的证据表明少突胶质细胞不仅形成髓鞘，它们释放的营养因子，对于轴突生存是必要的。其中的一部分证据来源于对Cnpl基因在干细胞中功能的研究。在中枢神经系统中，这个编码2"-3 环核苷酸磷酸二酯酶的基因无一例外地只在少突胶质细胞中表达。实验表明少突胶质细胞在保护轴突完整性方面起着重要的作用，而该保护功能的实现，依赖于2"-3 环核苷酸磷酸二酯酶的表达。少突胶质细胞的这个营养功能与其形成正常髓鞘的功能有很大的不同。 多发性硬化病（MS） 多发性硬化(MS)是以中枢神经系统炎性脱髓鞘为特征的自身免疫性疾病。其发生机制与遗传易感性和环境因素(致病微生物)有关，引起T细胞介导的免疫系统紊乱，导致神经髓鞘破坏和继发轴索损害。是中枢神经系统脱髓鞘疾病。治疗这种疾病，首先要了解髓鞘再生和修复。 多发性硬化(MS)病人OPCs募集和分化均存在障碍，导致OPCs髓鞘不能修复，影响跳跃性传导，进而影响神经功能恢复。脱髓鞘化轴突的动作电位传导是非跳跃性的，在传导过程中的衰减也很快，而髓鞘再生可以恢复轴突高效的跳跃式动作电位传导功能。近来，研究者开始关注，髓鞘可以通过营养支持而提高轴突的寿命，从而保护神经元。由于其指出在脱髓鞘中更有效的保护轴突的方法是诱导
脂肪组织群生长包括脂肪细胞数量增加及脂肪细胞分化一直被用来 ...
國立宜蘭大學食品科學研究所碩士班專題討論演講者：陳雅君(Chen, Ya-Chin) 題目：白藜蘆醇和vitisin A抑制3T3-L1前脂肪細胞株之脂肪新生相關研究指導教授：林世斌老師報告日期：Mar. 23, 2009 Study on the inhibition of adipogenesis of 3T3-L1 pre-adipocyte by resveratrol and vitisin A. 中文摘要 脂肪細胞分化一直被用來作為抗肥胖研究的標靶之ㄧ。肥胖不僅是脂肪細胞數量增加，脂肪細胞體積增大也是主要原因。過去20年，脂肪細胞分化的細胞及分子機制已被廣泛地研究。我們已知ㄧ個完整的脂肪新生過程，乃由前脂肪細胞增生繼而分化成脂肪細胞所構成。這表示透過抑制細胞增生及降低主要分化蛋白，如C/EBP、PPAR及SREBP，即可抑制脂肪新生。近年來，許多的報告顯示，類黃酮具有抑制3T3-L1新生脂肪細胞的能力，包括白黎蘆醇(resveratrol)及vitisin A。結果顯示，白藜蘆醇抑制3T3-L1脂肪新生與Sirt1的增加有關，Sirt1會抑制PPARγ促進脂肪代謝。然而，vitisin A會使p21-及Rb-dependent細胞週期停滯，進而抑制前脂肪細胞增生，達到抑制脂肪新生的效果。 關鍵字：類黃酮、白藜蘆醇、vitisin A、細胞分化、脂肪新生。 Abstract Adipocyte differentiation has often been a target of anti-obesity strategies, because obesity is caused not only by hypertrophy of adipocytes, but also by adipocyte hyperplasia. For the last 20 years, the cellular and molecular mechanisms of adipocyte differentiation have been extensively studied using preadipocyte culture systems. We have already known that the entire adipogenic process consists of the preadipocyte proliferation and their differentiation into mature adipocytes. Adipogenesis can be inhibited by reducing cell proliferation and decreasing major differentiation proteins, for example, C/EBP, PPAR and SREBP. Rrecently, many repoter have been shown that flavonoids inhibit adipogenesis in 3T3-L1 adipocytes, such as resveratrol and vitisin A. The results indicated that decrease in adipogenesis by resveratrol was associated with increase in the expression of Sirt1,which promotes fat mobilization by repressing PPARγ. However, vitisin A inhibits adipogenesis through p21- and Rb-dependent cell cycle arrest and consequent suppression of preadipocyte proliferation. Keywords: flavonoids, resveratrol, vitisin A, cell differentiation, adipogenesis.
常规细胞培养方法(原代培养和传代培养)
原代上皮细胞与原代成纤维细胞培养的分离纯化 2010-12-02 10:29 来源：PriCells 点击次数：335 关键词：上皮细胞成纤维细胞培养分离纯化 分享到：收藏夹腾讯微博新浪微博开心网 PriCells- 原代上皮细胞与原代成纤维细胞培养的分离纯化 原代细胞、传代细胞绝大多数都呈混合生长，既有上皮样细胞又有纤维样细胞，纤维样细胞又包括成纤维细胞、肌细胞、骨细胞、滑膜细胞等。混杂的细胞会直接影响实验结果。 在体外培养原代细胞时，为了保证实验结果的可靠性、一致性、稳定性、和可重复性，要求采用单一种类细胞来进行实验，这样才能对某一细胞的功能、形态等变化进行一系列研究，因而培养细胞的纯化就成为实验研究的重要一步，甚至需要从混杂的细胞群中分离出单个细胞来进行培养和开展实验研究。 一、原代细胞增殖优势纯化方法：
自然纯化是利用某一种类细胞的增殖优势，在长期传代过程中靠自然淘汰法，不断排挤其他生长慢的细胞，靠自然增殖的潜力，最后留下生长优势旺盛的细胞，达到细胞纯化的目的。但这种方法常无法按照需要和实验要求及研究目的来选择细胞。此法花费时间长，留下的往往是成纤维细胞。仅有那些恶变的肿瘤细胞或突变的细胞可以通过此方法而保留下来的，不断纯化而建立细胞系。 二、原代细胞常用纯化方法： 人工纯化是利用人为手段造成对某一细胞生长有利的环境条件，抑制其他细胞的生长从而达到纯化细胞的目的。 1 、细胞时间差酶消化法： 酶消化法是比较常用的纯化方法，不仅对贴壁细胞可行，能利用上皮细胞和成纤维细胞对胰蛋白酶的耐受性不同，是两者分开，达到纯化的目的；另外对贴壁细胞与半贴壁细胞及黏附细胞间的分离纯化也是十分有效的。
脂肪细胞分化方法 3T3-L1 Differentiation Protocol
3T3-L1 Differentiation Protocol Step 1: 3T3-L1细胞传代于35或60-mm培养板中，使用DMEM-F12培养基培养2 day（以此为基点，即：诱导分化的第0 day）。 Step2: 使用诱导液I诱导3T3-L1分化。加入配制好的诱导液I于 3T3-L1细胞中，培养2 day（诱导分化的第2 day）。 诱导液I：0.5m M IBMX; 0.25 μM地塞米松； 1μg/ml insulin; 含10% FBS 的DMEM-F12。 Step3: 使用无血清培养基清洗细胞，去除残余的IBMX和地塞米松。使用诱导液II诱导细胞分化，并培养2 day （诱导分化的第4 day）。诱导液II： 1μg/ml insulin; 含10% FBS 的DMEM-F12。 Step4: 最后用普通DMEM-F12培养基培养并每2 day 换一次液。Step5: 每次实验前，用serum-free DMEM-F12 或KRP buffer 培养单层细胞2 h。 Step6: 用于实验的脂肪细胞应该在诱导分化后的8-12 day之间为宜。这样的条件下≥ 95%的细胞表现为脂肪细胞的表型。 Step7: Oil Red O staining 鉴定分化后的脂肪细胞内的脂质，可以使用油红染色。细胞用PBS
轻轻冲洗2次，使用10 %的formalin或4% paraformaldehyde 室温固定30 min。固定后的细胞使用新配制的Oil Red O solution 染色（注意避光）1 h，之后只用蒸馏水轻轻冲洗3次，最后观察结果。 Oil Red O solution 配制：0.5%（W/V）的Oil Red O-异丙醇溶液。取0.5%的Oil Red O-异丙醇溶液6份，加入4份的蒸馏水，配制成Oil Red O solution。 Step8: 获得结果并进行后期处理。