高效液相色谱_二极管阵列检测法检测蜂蜜中外源性_淀粉酶残留量
第5卷 第10期 食品安全质量检测学报 Vol. 5 No. 10
2014年10月
Journal of Food Safety and Quality Oct. , 2014
基金项目: 国家科技支撑计划项目(2012BAK17B10)、江苏省“333工程”科研项目(BRA2013276)、江苏出入境检验检疫局科研项目(2011KJ40)
Fund : Supported by the National Key Technology Support Program (2012BAK17B10), the Research Program of 333 Engineering in Jiangsu Province (2010CBB02301) and the Technology Program of Jiangsu Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau (2011KJ40) *通讯作者: 费晓庆, 工程师, 主要研究方向为食品检测和食品掺假鉴定研究。E-mail: dii01208@https://www.wendangku.net/doc/8614592296.html,
*Corresponding author: FEI Xiao-Qing, Engineer, Jiangsu Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau, No. 99, Zhonghua Road, Nanjing 210001, China. E-mail: dii01208@https://www.wendangku.net/doc/8614592296.html,
高效液相色谱-二极管阵列检测法检测蜂蜜
中外源性γ-淀粉酶残留量
费晓庆1*, 谭梦茹2, 张 睿1, 沈崇钰1, 吴 斌1, 丁 涛1, 杨功俊2
(1. 江苏出入境检验检疫局食品实验室, 南京 210001; 2. 中国药科大学药学院, 南京 211198)
摘 要: 目的 利用高效液相色谱-二极管阵列检测法(HPLC-DAD)测定蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量。 方法 选取对硝基苯-β-D -麦芽三糖作为γ-淀粉酶的酶解底物, 于55 ℃和pH 4.50的0.10 mol/L 乙酸钠缓冲液中反应90 min 。采用C 18柱分离底物和酶解产物对硝基苯-β-D -葡萄糖, 流动相为乙腈/水(15:85, v :v )。通过测定酶解产物的含量来确定γ-淀粉酶残留量。结果 本方法的线性范围为1~50 U/kg, 定量限为1 U/kg, 回收率在94.0%~107.2%之间, 相对标准偏差在3.2%~5.1%之间。采用本方法对市售蜂蜜和淀粉类糖浆共58个样本进行考察, γ-淀粉酶检出率为79.3%。采用本方法测定一个掺入5%淀粉类糖浆的蜂蜜, 测得γ-淀粉酶残留量为3.6 U/kg 。结论 本方法能够有效地从酶学的角度快速鉴定蜂蜜中淀粉类糖浆的掺假。 关键词: γ-淀粉酶残留量; 蜂蜜掺假鉴定; 高效液相色谱-二极管阵列检测法
Determination of the exogenous γ-amylase residue in honey by high perfor-mance liquid chromatography-diode array detector
FEI Xiao-Qing 1*, TAN Meng-Ru 2, ZHANG Rui 1, SHEN Chong-Yu 1, WU Bin 1, DING Tao 1, GONG Jun-Yang 2
(1. Laboratory of Food , Jiangsu Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau , Nanjing 210001, China ;
2. College of Pharmacy , China Pharmaceutical University , Nanjing 211198, China )
ABSTRACT: Objective To develop a new method for determination of exogenous γ-amylase activity in
honey using high performance liquid chromatography-diode array detector (HPLC-DAD). Methods 4-nitrophenyl beta-D -maltotriose was chosen as the substrate of γ-amylase. This enzymatic reaction was under the condition of 55 ℃ and 0.10 mol/L sodium acetate-acetic acid buffer solution (pH 4.50) for 90 min. Sub-strate and enzymatic hydrolysate 4-nitrophenyl beta-D -gulcose were separated by high performance liquid chromatography on a C 18 column. Isocratic elution was employed with a mobile phase consisting of acetoni-trile/water (15:85, v :v ). By identifying the content of enzymatic hydrolysate at 310 nm, the residue of γ-amylase in honey could be determined. Results The method showed a good linearity between the concentration and peak area with the correlation coefficient over than 0.999. The linear range of γ-amylase was 1~50 U/kg with
2988 食品安全质量检测学报第5卷
the quantification limit 1 U/kg. Recoveries were between 94.0% and 107.2%, with relative standard deviations from 3.2% to 5.1%. This method was used to analyze 58 honey and starch syrup samples, and the detection rate of γ-amylase was 79.3%. To further verify the detection capability of this method, an authentic honey was mixed with 5% rice syrup. γ-amylase content of this sample was 3.6 U/kg. Conclusion This method can ef-fectively identify honey adulteration by starch syrups from the perspective of enzymology.
KEY WORDS: γ-amylase activity; honey adulteration detection; high performance liquid chromatography- diode array detector
1引言
天然纯正的蜂蜜具有较高的营养价值, 它富含氨基酸、维生素、多酚、多糖、类黄酮等多种活性物质, 因此也具有较高的经济价值。少数蜂蜜生产商为了牟取非法利益, 在纯正蜂蜜中掺入便宜的糖浆, 其中淀粉类糖浆是蜂蜜掺假时常用掺假原料[1]。蜂蜜掺假行为严重损害了广大消费者的经济利益, 同时影响了国内外蜂产品市场的正常秩序, 对我国的国际贸易产生了不良影响。
目前, 蜂蜜掺假鉴定方法主要有指纹图谱技术(如糖指纹图谱[2]、氨基酸指纹图谱[3])、红外光谱法[4,5]、拉曼光谱法[6]、薄层色谱法[7]、核磁共振法[8]和元素分析-同位素质谱联用法[9,10]等, 这些检测手段存在着干扰多、耗时长、灵敏度低、仪器昂贵、无法鉴定碳-3植物糖浆掺假等不足。因此, 开发一种灵敏又快速的蜂蜜掺假检测方法变得极为迫切。
王艳等[11]采用液相色谱-示差折光检测法测定蜂蜜中外源性β-呋喃果糖苷酶的残留量, 能够有效地从酶学角度鉴定甜菜糖浆的掺假, 但无法鉴定淀粉类糖浆的掺假。淀粉类糖浆(包括大米糖浆、木薯糖浆、小麦糖浆和玉米糖浆等)是蜂蜜掺假使用较多的原料。在生产淀粉类糖浆的糖化工艺中, 需要使用γ-淀粉酶对液化后的淀粉进行进一步酶解[12,13]。
γ-淀粉酶(又称糖化酶, 葡萄糖淀粉酶, 淀粉葡萄糖苷酶)能水解淀粉中的α-1,4葡萄糖苷键, 它与α-淀粉酶联合作用能较快地将淀粉转化成淀粉类糖浆。这些糖浆在糖的组成方面与蜂蜜相似, 通过常规检测手段已无法有效鉴别。到目前为止, 尚未见纯正蜂蜜中含有γ-淀粉酶的文献报道[14,15], 因此通过测定蜂蜜中γ-淀粉酶残留量, 可以从酶学的角度来鉴定蜂蜜是否掺入淀粉类糖浆。
γ-淀粉酶的测定主要有分光光度法[16]、葡萄糖酶电极法[17]、滴定法[18]和液相色谱法[19,20]等。这些方法主要用于研究淀粉生产糖浆工艺中的样本。虽然费晓庆等[20]报道了一种测定蜂蜜中γ-淀粉酶残留量的方法, 但该法需要采用凝胶色谱进行样品预处理, 操作繁琐且耗时较长, 并且使用的同位素比质谱仪价格昂贵, 方法不易推广。
以对硝基苯-β-D-麦芽三糖作为酶解反应底物, 在pH 4.50的0.10 mol/L乙酸钠缓冲液体系中于55 ℃酶解反应90 min, 经HPLC分离底物和酶解产物对硝基苯-β-D-葡萄糖, 通过二极管阵列检测器在线测定酶解产物的响应, 利用酶解产物的响应与酶残留量之间的对应关系来确定γ-淀粉酶残留量。相对于文献报道方法[20], 本法具有灵敏度高、操作便捷、检测迅速等优点, 通过对纯正蜂蜜、市售蜂蜜、淀粉类糖浆和掺入一定量淀粉类糖浆的蜂蜜样本的考察, 能够快速有效地鉴定蜂蜜是否掺入淀粉类糖浆。
2材料与方法
2.1 仪器、试剂与材料
1200高效液相色谱(德国Agilent公司); 二极管阵列检测器; SHZ-88恒温水浴振荡器(江苏太仓市实验设备厂); Sevenmulti精密pH计(梅特勒-托利多公司); 十万分之一电子天平(梅特勒-托利多公司); XW-80A涡旋混合器(上海医科大学仪器厂); 0.22 μm 水相滤膜(上海百赛生物科技有限公司); Milli-Q超纯水仪(美国Millipore公司)。
γ-淀粉酶(纯度＞99.0%, 70 U/mg, 提取自Aspergillus niger, 瑞士Sigma公司), 对硝基苯-β-D-麦芽三糖和对硝基苯-β-D-葡萄糖(纯度＞99.0%, 瑞士Sigma公司), 乙腈为色谱纯(德国Merck公司), 乙酸钠和乙酸均为国产分析纯。
准确称取γ-淀粉酶标准品, 用水配制成 1.0 mg/mL的标准储备溶液, 使用时再用水配制成0.01
第10期费晓庆, 等: 高效液相色谱-二极管阵列检测法检测蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量 2989
mg/mL的标准工作溶液。
准确称取对硝基苯-β-D-麦芽三糖, 用水配制成10.0 mg/mL的底物反应溶液。
乙酸钠缓冲溶液: 称取8.2 g乙酸钠于1000 mL 烧杯中, 加适量水溶解后, 用乙酸溶液调节至pH 4.50, 用水定容至1000 mL。
2.2 实验方法
2.2.1 样品制备
天然蜂蜜样品包括: 油菜蜜、洋槐蜜、荆条蜜、椴树蜜、紫云英蜜、葵花蜜、芦芯蜜、棉花蜜、荞麦蜜、香橙蜜、麦卢卡蜜、龙眼蜜、百花蜜(来自国内外不同地区的蜂农或者蜂蜜供应商), 共计13个蜜种55个样本。这些蜂蜜通过其他检测手段(包括液相色谱/元素分析-同位素质谱法、薄层色谱法、糖的组成、5-羟甲基糠醛含量、酶值)被确认为纯正蜂蜜。
为了验证方法对掺假蜂蜜的检测能力, 选取35个蜂蜜和23个淀粉类糖浆样品共58个采用本方法检测γ-淀粉酶残留量, 这些蜂蜜来自日常检测样品、国内蜂农、蜂蜜供应商和糖浆生产企业。
准确称取2 g(精确到0.01 g)蜂蜜或者糖浆样品用pH 4.50的0.10 mol/L乙酸钠缓冲液溶解后, 在蜂蜜溶液中加入100 μL 10.0 mg/mL对硝基苯-β-D-麦芽三糖溶液, 用乙酸钠缓冲液定容至5 mL, 混匀, 盖上塞子于55 ℃恒温水浴中震荡90 min后过0.22 μm的水相滤膜后进高效液相检测。
2.2.2 标准曲线的建立
分别取0.01 mg/mL γ-淀粉酶标准溶液3、5.5、14.5、28.5、57、145 μL, 加入100 μL 10.0 mg/mL对硝基苯-β-D-麦芽三糖溶液, 用pH 4.50的0.10 mol/L 乙酸钠缓冲液定容至5 mL, 于55 ℃恒温水浴中震荡90 min后过0.22 μm的水相滤膜后进行液相检测。上述标准溶液对应于γ-淀粉酶的量依次为1、2、5、10、20、50 U/kg(注: 折算公式: 酶残留量=V×0.01×70/m, V为加入γ-淀粉酶工作溶液体积, 以mL计; m为样品质量, 以kg计)。
以酶解反应生成的对硝基苯-β-D-葡萄糖的峰面积A(mAU*s)为纵坐标, 以γ-淀粉酶的量C(U/kg)为横坐标, 绘制标准曲线, 外标法定量。
2.2.3 色谱条件
Kromasil 100-5C18色谱柱(5 μm, 150 mm×4.6 mm i.d, 瑞典AKZO NOBEL公司), 流动相为乙腈/水 (15:85, v:v), 流速为1.0 mL/min, 柱温为室温, 进样体积10 μL。二极管阵列检测器检测波长: 310 nm。3结果与讨论
3.1 缓冲溶液体系的选择
对相同浓度下pH=4.50的乙酸钠-乙酸缓冲液、柠檬酸钠-氢氧化钠缓冲液和磷酸二氢钾-磷酸缓冲液三种缓冲体系进行了考察比较(结果见图1)。采用同一浓度γ-淀粉酶标准溶液(5 U/kg), 用上述三种缓冲液定容。经过实验发现, 反应体系在乙酸钠缓冲液体系中响应信号比另外两种好, 酶解反应产物对硝基苯-β-D-葡萄糖的峰面积响应最大, 最终选取该缓冲溶液体系。
图 1 不同缓冲体系的产物峰面积响应
Fig. 1 Peak area of 4-nitrophenyl beta-D-glucose in differ-
ent buffer solutions
1、乙酸钠-乙酸缓冲液;
2、柠檬酸钠-氢氧化钠缓冲液;
3、磷酸二
氢钾-磷酸缓冲液
3.2 酶解反应温度的选择
反应温度是影响酶解反应的重要因素。过低的反应温度将会抑制酶的活性, 过高的反应温度可能会使得酶失去部分活性。选取温度分别为45、50、55、60、65 ℃, 对不同反应温度下5 U/kg的γ-淀粉酶标准溶液生成的对硝基苯-β-D-葡萄糖响应信号进行了考察(图2)。从图2中可以看出, 当温度大于55 ℃时, 酶的活性迅速降低。当温度为55 ℃时, 酶解产物的响应信号最大, 因此选取该温度为反应温度。
3.3 酶解反应pH的选择
缓冲体系pH值对酶的活性影响较大, 所以必须寻找缓冲体系的最佳pH条件。γ-淀粉酶在pH 3.50～5.50[12]范围内均有较好的稳定性, 选取pH依次
2990
食品安全质量检测学报 第5卷
为3.50、4.00、4.50、5.00和5.50的0.10 mol/L 乙酸钠缓冲溶液, 在55 ℃反应温度下考察不同pH 条件对酶解产物响应信号的影响。不同pH 值条件下对硝基苯-β-D -葡萄糖的峰面积见图3。结果表明, pH 为 4.50时酶解产物对硝基苯-β-D -葡萄糖的峰面积最大。因此选定pH 4.50作为最适宜的酶解反应pH 条件。
图2 不同反应温度下对硝基苯-β-D -葡萄糖的峰面积响应
Fig. 2 Peak area of 4-nitrophenyl beta-D -glucose in differ-
ent reaction temperature
图3 不同pH 条件下对硝基苯-β-D -葡萄糖的峰面积响应
Fig. 3 Peak area of nitrophenyl beta-D -glucose in different
reaction pH
3.4 酶解反应时间的选择
在反应初始阶段, 底物对硝基苯-β-D -麦芽三糖浓度足以使酶饱和, 反应速率与酶的浓度成正比关系[21], 即单位时间内酶解产物的生成量与酶的浓度呈线性关系, 这个线性关系正是酶残留量测定的依据。但是随着酶解反应的进行, 底物不断被酶解, 底
物浓度将不再过量, 这个线性关系将逐渐被破坏。所以必须找出最佳酶解时间, 通过比较30、60、90、120、150 min 五个不同反应时间下所得标准曲线的相关系数(数据未详细列出), 可以发现随着反应时间的延长, 酶解反应时间大于90 min 时标准曲线的线性相关系数变差。而较短的酶解反应时间下, 酶解产物的响应较小, 不利于方法的灵敏度的提高。所以综合上述因素选择酶解反应时间为90 min 。
3.5 色谱条件的选择
本文色谱分离的基本要求是将底物与酶解产物进行分离, 本文选取常规的C 18柱, 利用底物和酶解产物与固定相之间疏水作用力的差异性, 以乙腈/水为流动相实现了两者的分离。同时, 发现有些蜜种的蜂蜜(如葵花蜜)中某个未知干扰组分与酶解产物的峰部分重叠, 通过改变乙腈/水的比例, 在乙腈/水 (15:85, v :v )条件下, 最终实现了底物、酶解产物和未知干扰组分三者之间的分离。
图4 葵花蜂蜜的HPLC-DAD 色谱图
Fig. 4 HPLC-DAD chromatogram of a sunflower honey
注: 1. 对硝基苯-β-D -麦芽三糖; 2. 对硝基苯-β-D -葡萄糖; 3. 未知
组分
A: 乙腈/水(10:90,v :v ); B: 乙腈/水(15:85,v :v ); C: 乙腈/水
(20:80,v :v )
3.6 分析方法的评价
3.6.1 标准曲线
取不同浓度的γ-淀粉酶, 按2.2确定的实验步骤进行操作, 以酶解产物对硝基苯-β-D -葡萄糖峰面积A (mAU*s)对酶的浓度C (U/kg)作图建立标准曲线, 酶的浓度与对硝基苯-β-D -葡萄糖含量有良好的线性关系, 校准曲线相关系数为0.993, 线性范围为1~50 U/kg, 检出限为0.3 U/kg, 定量限为1 U/kg 。
第10期费晓庆, 等: 高效液相色谱-二极管阵列检测法检测蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量 2991
表1回收率和精密度数据(n=6)
Table 1 Data of recovery and precision (n=6)
蜜种添加水平 (U/kg) 检测值 (U/kg) 回收率 (%) RSD (%)
荆条蜜 2 2.03 101.5 4.6
5 5.04 100.8 3.9
20 20.22 101.1
3.3
洋槐蜜 2 1.97 98.5 4.7
5 4.89 97.8 4.1
20 19.96 99.8
3.2
油菜蜜 2 1.88 94.0 5.1
5 4.9
6 99.2 4.2
20 20.23 101.2
3.7
椴树蜜 2 2.04 102.0 4.8
5 5.0
6 101.2 4.1
20 21.45 107.2
3.8
3.6.2 方法学考察
以不含γ-淀粉酶的纯正蜂蜜为基质做添加回收实验, 选择了四种常见品种的蜂蜜(洋槐蜜、油菜蜜、荆条蜜和椴树蜜), 添加水平分别为2、5、20 U/kg, 每个添加水平测定6次, 计算得到的回收率和室内精密度(见表1)。结果表明, 四种蜂蜜样本的回收率为94.0%~107.2%, 相对标准偏差为3.2%~5.1%, 可见本方法具有较高的精密度, 并且对于常见蜜种的检测具有较好的适用性。
同样选取上述四种蜜种的蜂蜜, 经实验室外5家单位对上述四个蜜种测定三个浓度水平(结果未列出), 方法的实验室间相对标准偏差在 4.9%~6.2%之间。由结果可以看出, 方法精密度高、实用性强, 可操作性好, 适用于蜂蜜中γ-淀粉酶的检测。
3.7 在淀粉类糖浆掺假鉴定方面的应用
本文以国内外各地区13个蜜种55个蜂蜜样本为研究对象, 经过本方法检测, 上述纯正蜂蜜均未检出γ-淀粉酶, 从酶学的角度进一步验证了这些蜂蜜为纯正蜂蜜。由于天然纯正蜂蜜中不含有γ-淀粉酶, 而本方法定量限为1 U/kg, 因此当检测到样本中γ-淀粉酶残留量>1 U/kg时, 即判定该样品含有γ-淀粉酶, 为掺假蜂蜜。
同时选取58个样本采用本方法考察这些样本的外源性γ-淀粉酶残留量, 用于进一步验证本方法鉴定掺假蜂蜜的能力。其中35个为日常检测蜂蜜样本, 23个为糖浆样本, 这些糖浆样本包括常见的各种淀粉类糖浆(大米糖浆、玉米糖浆、木薯糖浆和小麦糖浆)、甜菜糖浆和甘蔗糖浆。检测结果表明, 有58个中46个样本检出含有γ-淀粉酶, 检出率为79.3%。其中35个蜂蜜样品的检出率为77.1%, 而19个糖浆样品含有γ-淀粉酶, 检出率为82.6%, 表明这19个样本为淀粉类糖浆。未检出含有γ-淀粉酶的4个糖浆样本均为非淀粉类糖浆。
为了进一步验证本方法对蜂蜜中掺入淀粉类糖浆的鉴定能力, 本文选取纯正洋槐蜂蜜和淀粉类糖浆样本各1个, 在该纯正蜂蜜中掺入5%的淀粉类糖浆, 采用本方法进行检测, 测得该样本中γ-淀粉酶残留量为3.6 U/kg(见图5)。
费晓庆等[20]的方法只能鉴定γ-淀粉酶残留量>5 U/kg的掺假样本, 对于图5的掺假样本将无法鉴定, 可见本法在灵敏度和方法有效性方面优于费晓庆的方法。另外费的方法需要采用凝胶色谱技术对样品进行预处理, 操作步骤繁琐; 同时本方法酶解反应时间仅需90 min, 而费的方法需要48 h, 耗时过长; 另外费的方法需要利用同位素比值质谱仪进行检测, 该设备比较昂贵, 在成本方面高于本方法。总之, 在方法灵敏度、操作性、方法推广度方面本文报道的方法优于文献方法。
2992 食品安全质量检测学报第5卷
图5 掺入5%淀粉类糖浆的蜂蜜样品HPLC-DAD色谱图Fig. 5 HPLC-DAD chromatogram of a honey sample adul-
terated with 5% starch syrup
注: 1. 对硝基苯-β-D-麦芽三糖; 2. 对硝基苯-β-D-葡萄糖。
4结论
本文提出一种快速而且灵敏的检测蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量的方法, 样品无需预处理, 直接与底物进行酶解反应, 利用酶解产物的量与酶残留量之间的对应关系检测γ-淀粉酶的残留量, 方法的线性范围为1~50 U/kg, 定量限为1 U/kg。本方法灵敏度较高、快速有效、可操作性强, 可从酶学角度鉴定蜂蜜中淀粉类糖浆的掺假, 有力地提高了蜂蜜掺假的检测能力。
参考文献
[1]GB/T 21533-2008 蜂蜜中淀粉糖浆的测定离子色谱法[S].
GB/T 21533-2008 Determination of starch syrup in honey-Ion chromatography[S].
[2]Megherbi M, Herbreteau B, Faure R, et al.Polysaccharides as a
marker for detection of corn sugar syrup addition in honey[J]. J Agric Food Chem, 2009, 57(6): 2105?2111.
[3]Cotte JF, Casabianca H, Giround B, et al. Characterization of
honey amino acid profiles using high-pressure liquid chromato-
graphy to control authenticity[J]. Anal Bioanal Chem, 2004, 378(5): 1342?1350.
[4]Kelly JD, Petisco C, Downey G. Application of fourier transform
midinfrared spectroscopy to the discrimination between irish ar-
tisanal honey and such honey adulterated with various sugar sy-
rups[J]. J Agric Food Chem, 2006, 54(17): 6166?6171.
[5]Chen LZ, Xue XF, Ye ZH, et al. Determination of Chinese honey
adulterated with high fructose corn syrup by near infrared spec-
troscopy[J]. Food Chem, 2013, 128(4): 1110?1114.
[6]Li SF, Shan Y, Zhu XR, et al. Detection of honey adulteration by
high fructose corn syrup and maltose syrup using Raman spec-
troscopy[J]. J Food Compos Anal, 2012, 28(1): 69?74.
[7]Puscas A, Hosu A, Cimpiou C. Application of a newly developed
and validated high-performance thin-layer chromatographic me-
thod to control honey adulteration[J]. J Chromatogr A, 2013, 1272(1): 132?135.
[8]Bertelli D, Lolli M, Papotti G, et al. Detection of honey adultera-
tion by sugar syrups using one-dimensional and two-dimensional
high-resolution nuclear magnetic resonance[J].J Agric Food Chem, 2010, 58(15): 8495?8501.
[9]Tosun M. Detection of adulteration in honey samples added var-
ious sugar syrups with 13C/12C isotope ratio analysis method[J].
Food Chem, 2013, 138(2-3): 1629?1632.
[10]GB/T 18932.1-2002 蜂蜜中C-4植物糖含量测定方法稳定碳
同位素比率法[S].
GB/T 18932.1-2002 Method for the determination of C-4 plant sugars in honey-Stable carbon isotope ratio method[S].
[11]王艳, 吴斌, 张晓燕, 等. 示差折光-液相色谱法测定蜂蜜中β-
呋喃果糖苷酶残留量[J]. 分析化学, 2012, 40(10): 1602?1606.
Wang Y, Wu B, Zhang XY, et al.Determination of β-fructofuranosidase by liquid chromatography with refractive index detector[J]. Chin J Anal Chem, 2012, 40(10): 1602?1606. [12]陈廷登, 林夕慧. 大米糖浆制造及应用[J]. 浙江工业大学学报,
2005, 33(5): 576?578.
Chen TD, Lin XH. Study on the manufacture of rice syrup and its
application in brewing[J]. J Zhejiang Univ Technol, 2005, 33(5): 576?578.
[13]李兴革, 李志江, 牛广财, 等. 利用糖化酶水解马铃薯淀粉生
产糖浆的工艺研究[J]. 中国酿造, 2010, 219(6): 59?62.
Li XG, Li ZJ, Niu GC, et al. Syrup production technology with saccharifying enzyme hydrolysis of potato starch[J].China Brew,
2010, 219(6): 59?62.
[14]Serrano S, Espejo R, Villarejo M, et al. Diastase and invertase
activities in Andalusian honeys[J]. Int J Food Sci Tech, 2007, 42(1): 76?79.
[15]章彬佳, 程春生, 胡福良. 蜂蜜中几种常见酶的研究进展[J].
蜂蜜杂志, 2007, 28(6): 11?13.
Zhang BJ, Cheng CS, Hu FL.The research progress of several common enzyme in honey[J].Chin J Bee, 2007, 28(6): 11?13. [16]Buckow R, Heinz V, Knorr D. Two factional model for evaluat-
ing the activity of glucoamylase from aspergillus niger under combined pressure and temperature conditions[J]. Food Bioprod Proc, 2005, 83(C3): 220?228.
[17]史建国, 周风臻, 杨明慧, 等. 用葡萄糖酶电极法测定葡萄糖
淀粉酶活性的研究[J]. 生物工程学报, 1996, 12(S1): 226?231.
Shi JG, Zhou FZ, Yang MH, et al. Study on the determination of glucoamylase with glucose enzyme electrode [J]. Chin J Biotech,
第10期费晓庆, 等: 高效液相色谱-二极管阵列检测法检测蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量 2993
1996, 12(S1): 226?231.
[18]GB 8276-2006食品添加剂糖化酶制剂[S].
GB 8276-2006 Food additive-glucoamylase preparation[S]. [19]Sutthirak P, Dharmsthiti S, Lertsiri S. Effect of glycation on
stability and kinetic parameters of thermostable glucoamylase from Aspergillus niger[J]. Process Biochem, 2005, 40(8): 2821?2826.
[20]费晓庆, 吴斌, 沈崇钰, 等. 蜂蜜中外源性γ-淀粉酶残留量的
测定[J]. 色谱, 2012, 30(8): 777?781.
Fei XQ, Wu B, Shen CY, et al. Determination of exogenous γ-amylase residue in honey [J]. Chin J Chromatogr, 2012, 30(8): 777?781. [21]吴俊明. 食品化学[M]. 北京: 科学出版社, 2004.
Wu JM. Food Chemistry[M]. Beijing: Science Press, 2004.
(责任编辑: 张宏梁) 作者简介
费晓庆, 工程师, 主要研究方向为食
品检测和食品掺假鉴定研究。
E-mail: dii01208@https://www.wendangku.net/doc/8614592296.html,
JJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJJ
“水产品加工与贮藏”专题征稿
水产品腐败变质的原因主要是水产品本身带有的或贮运过程中污染的微生物, 在适宜条件下生长繁殖, 分解鱼体蛋白质、氨基酸、脂肪等成分产生有异臭味和独行的物质, 致使水产品腐败变质, 丧失食用价值, 这不仅造成巨大的经济损失, 而且威胁到人们的生命健康。因此, 以杀死微生物为目标的杀菌技术, 一直是水产品加工行业以及整个食品行业共同关注的问题。水产品加工不同于其他食品, 不仅要求保持水产品原有的风味和色泽, 还要具有良好的口感和质地, 因此水产品的加工与贮藏技术影响着整个水产工业的发展。
鉴于此, 本刊特别策划了“水产品加工与贮藏”专题, 由渤海大学励建荣教授担任主编, 围绕水产品保鲜加工技术、水产品加工副产物的综合利用、海洋生物活性物质的提取分离机活性鉴定研究、功能性保健食品和海洋药物的研制、水产品的质量安全研究和风险评估等或您认为本领域有意义的问题展开讨论, 计划在2014年12月出版。
本刊编辑部和励教授欢迎各位专家为本专题撰写稿件, 以期进一步提升该专题的学术质量和影响力。综述、实验报告、研究论文均可, 请在2014年11月20日前通过网站或E-mail投稿。我们将快速处理并优先发表。
投稿方式:
网站: https://www.wendangku.net/doc/8614592296.html,
E-mail: tougao@https://www.wendangku.net/doc/8614592296.html,
《食品安全质量检测学报》编辑部
淀粉酶含量测定
淀粉酶(AMS)测定试剂盒说明书 (碘-淀粉比色法) 一、 原理： 淀粉酶能水解淀粉生成葡萄糖、麦芽糖及糊精，在底物浓度已知并且过量的情况下，家人碘液与未水解的淀粉结合生成蓝色复合物，根据蓝色的深浅可推算出水解的淀粉量，从而计算出AMS 的活力。 二、 试剂组成与配制：（100T ） 1、0.4mg/ml 底物缓冲液：60ml ×1瓶，4℃冰箱保存6个月。 2、0.1mol/L 碘贮备液：7ml ×1瓶，4℃避光保存6个月。 0.01mol/L 碘应用液的配制：将碘贮备液：蒸馏水=1:9稀释，现用现配4℃避光保存。 三、 操作表： 测定管（u 管） 空白管（0管） 底物缓冲液（ml ）37℃预温5分钟 0.5 0.5 待测样本（ml ） 0.1 混匀，37℃水浴，准确反应7.5分钟 碘应用液（ml ） 0.5 0.5 蒸馏水（ml ） 3.0 3.1 混匀，660nm 波长，1cm 光径，蒸馏水调零，测各管吸光度。 *注：不同样本批量测试前需要做预实验，确定最佳取样浓度，将 （空白OD-测定OD 控制在0.05～0.150之间） 四、 计算： 1、 单位定义：100ml 血清（浆）中的AMS ，在37℃与底物作用30分钟，水解10mg 淀粉为1个单位。 2、公式： 样本测试前稀释倍数空白管吸光度 测定管吸光度空白管吸光度样本测试前稀释倍数分钟分钟空白管吸光度测定管吸光度空白管吸光度??-=?????-=801 .01005.730105.04.0dl AMSu （此公式适用于测定血清中淀粉酶）
血清淀粉酶的含量测定 一、实验准备： 1、实验器材：移液枪（100~1000ul、10~100ul、1000~5000ul、2~20ul）、5mlEP管、0.5mlEP 管、比色皿、100ml烧杯、漩涡仪、水浴箱，分光光度计、计时器。 2、实验药品：NaCl、蒸馏水、0.4mg/ml底物缓冲液、0.1mol/L碘贮备液。 二、实验步骤： 1、0.01mol/L碘应用液的配制： 将碘贮备液：蒸馏水=1:9稀释，现用现配4℃避光保存。 2、生理盐水的配置： 称取9gNaCl置100ml烧杯，加入100ml蒸馏水，溶解即得。 3、样品最佳取样浓度摸索： 取待测血清用生理盐水稀释成不同比例（2倍、4倍、8倍、16倍、32倍、64倍、128倍、256倍等倍数进行稀释），取0.1ml进行检测。 取两个5mlEP管，标记为空白、血清所稀释的倍数，分别加入底物缓冲液0.5ml，其中带有倍数的EP管加入相应的稀释好的血清0.1ml，于漩涡仪上混匀，同时放入37℃水浴箱反应7.5分钟，取出后各加入0.5ml 0.01mol/L 碘应用液，空白管加入3.1ml蒸馏水，带有倍数的EP管加入3.1ml蒸馏水，混匀，蒸馏水调零，迅速于660nm波长测定吸光度，控制空白OD-测定OD在0.05~0.150之间。 4、样品测定： 将所需测定样品按摸索确定的倍数稀释，同法测定吸光度，记录数据。 5、数据处理：按给定公式计算待测血清淀粉酶含量。 注：加入碘应用液后不能长时间放置，否则碘见光分解后影响测定结果
TVS瞬态抑制二极管阵列SP1003
Description Applications Zener diodes fabricated in a proprietary silicon avalanche technology protect each I/O pin to provide a high level of protection for electronic equipment that may experience destructive electrostatic discharges (ESD). These robust diodes can safely absorb repetitive ESD strikes at ±30kV (contact discharge, IEC 61000-4-2) without performance degradation. Additionally, each diode can safely dissipate 7A of 8/20μs surge current (IEC61000-4-5) with very low clamping voltages. Features ? ESD, IEC61000-4-2, ±30kV contact, ±30kV air ? EFT , IEC61000-4-4, 40A (5/50ns) ? Lightning, IEC61000-4-5, 7A (8/20μs) ? Low leakage current of 100nA (MAX) at 5V ? Tiny SOD723/ SOD882 (JEDEC MO-236) package saves board space ? Fits solder footprint of industry standard 0402 (1005) devices ? A EC-Q101 qualified (SOD882 package) ? Mobile phones ? Smart phones ? PDAs ? Portable navigation devices ? Digital cameras ? Portable medical devices Pinout Functional Block Diagram Life Support Note: Not Intended for Use in Life Support or Life Saving Applications The products shown herein are not designed for use in life sustaining or life saving applications unless otherwise expressly indicated.Application Example Signal I/O port B1Ground B2B3B4 1 2 SOD882 (AEC-Q101 qualified)
淀粉酶活力测定实验报告
淀粉酶活力测定实验报告 淀粉酶活力测定实验报告实验三、淀粉酶活性的测定实验报告 实验四、淀粉酶活性的测定 一、实验目的: 1、了解α - 淀粉酶和β - 淀粉酶的不同性质及其淀粉酶活性测定的意义; 2、学会比色法测定淀粉酶活性的原理及操作要点。 二、实验原理: 淀粉酶存在于几乎所有植物中，特别是萌发后的禾谷类种子，淀粉酶活力最强，其中主要是α-淀粉酶和β-淀粉酶。根据α-淀粉酶和β-淀粉酶特性不同，α-淀粉酶不耐酸，在pH3.6以下迅速钝化;β-淀粉酶不耐热，70? 15min 则被钝化。测定时，使其中一种酶失活，即可测出另一种酶的活性。 淀粉在淀粉酶的催化作用下可生成麦芽糖，利用麦芽糖的还原性与3,5-二硝基水杨酸反应生成棕色的3-氨基-5-硝基水杨酸，测定其吸光度，从而确定酶液中淀粉酶活力(单位重量样品在一定时间内生成麦芽糖的量)。 三、实验用具: 1、实验设备 研钵,具塞刻度试管,离心管，分光光度计，酸度计，电热 恒温水浴锅，离心机，电磁炉。 2、实验材料与试剂 (1)0.1mol/l pH5.6的柠檬酸缓冲液:A液:称取柠檬酸20.01g，定容至 1000ml;B液:称取柠檬酸钠29.41g，定容至1000ml;取A液55ml与B液145ml混匀。 (2)1%可溶性淀粉溶液:1g淀粉溶于100ml 0.1mol/l pH5.6
的柠檬酸缓冲液; (3)1%3,5-二硝基水杨酸试剂:称取3,5-二硝基水杨酸1g、NaOH 1.6g、酒石酸钾钠30g，定容至100ml水中，紧盖瓶塞，勿使CO2进入; (4)麦芽糖标准溶液:取麦芽糖0.1g溶于100ml水中; (5)pH 6.8的磷酸缓冲液: 取磷酸二氢钾6.8g,加水500ml使溶解，用 0.1mol/L氢氧化钠溶液调节pH值至 6.8，加水稀释至1000ml即得。 (6)0.4mol/L的NaOH溶液; (7)1%NaCl溶液。 (8)实验材料:萌发的谷物种子(芽长约1cm) 四、操作步骤 1、酶液提取:取6.0g浸泡好的原料，去皮后加入10.0mL 1%的NaCl 溶液，磨碎后以2000r/min 离心10min，转出上清液备用。取上清液1.0ml，用pH 为6.8的缓冲溶液稀释5倍，所得酶液。 2、a- 淀粉酶活力测定 (1) 取试管4支,标明2支为对照管,2支为测定管。 (2) 于每管中各加酶液lml ,在 70?士0.5? 恒温水浴中准确加热15min ,取出后迅速用流水冷却。 (3) 在对照管中加入4m1 0.4mol/L氢氧化钠。 (4) 在4支试管中各加入1ml pH5.6的柠檬酸缓冲液。 (5) 将4支试管置另一个40?士 0.5? 恒温水浴中保温15min ,再向各管分别加入40?下预热的1,淀粉溶液 2m1,摇匀,立即放入40?恒温水浴准确计时保温 5min。取出后向测定管迅速加入4ml 0.4mol/L氢氧化钠,终止酶 活动,准备测糖。
蜂蜜品质检测与掺假鉴别
蜂蜜品质检测与掺假鉴别 蜂蜜是蜜蜂从开花植物的花中采得的花蜜在蜂巢中酿制的蜜。我国养蜂取蜜为人所用已有三千多年的历史。天然蜂蜜的主要成分是葡萄糖（25.2%~35.3%）、果糖（33.3%~43.0%）、氨基酸、矿物质、维生素和多种活性酶。蜂蜜因其一定的营养价值和保健作用而深受消费者的青睐。近些年来，蜂蜜掺假现象愈加严重，主要是向蜂蜜中掺入一些糖类物质，降低了蜂蜜的品质，损害了消费者的利益。 蜂蜜的掺假 蜂蜜掺假的方式可以有多种。以前蜂蜜掺假的主要方式是在蜂蜜中加入水、糖（蔗糖、饴糖等）、羧甲基纤维素、糊精或淀粉类物质，这些掺假蜂蜜可以通过简单的感官品评的方法识别出来，也可以通过现代分析检测技术对其进行判别，不过现在这种掺假手段已不常见。 目前蜂蜜掺假的主要方式是在蜂蜜中加入玉米糖浆、甘蔗糖浆、甜菜糖浆、大米糖浆、木薯糖浆和小麦糖浆。近几年主要掺入的糖浆是后四种：甜菜糖浆、大米糖浆、木薯糖浆、小麦糖浆。由于蜂蜜中的果糖和葡萄糖比例与这些糖浆中的果糖和葡萄糖比例十分相似，可使掺入这些糖浆后的蜂蜜的各项指标完全符合国家标准，给检测造成了很大的困难。 感官鉴别掺假蜂蜜 传统的感官品评方法鉴别掺假蜂蜜的原理是根据人的感觉器官对蜂蜜的色、香、味、形、质地、口感等各项品质指标做出评价的方法。其方法操作简单，快速便捷，普及性高，但是仅能对真假蜂蜜做出初步的判别，结果准确性差，远远满足不了鉴别蜂蜜真假的要求。 科学检测鉴别掺假蜂蜜 根据现有的研究成果，目前掺假蜂蜜的检测方法有：C4（玉米糖浆检测），SMR（大米糖浆检测），SMB（甜菜糖浆检测），BS（不同甜菜糖浆标志物检测），CS（木薯糖浆检测），C3/C4（碳同位素比率法），SMX（糖浆标志物检测），TLC （高果糖淀粉糖浆薄层法），TMR（大米糖浆特异成分检测）和外来酶法等10种检测方法。近年来掺假蜂蜜检测常用的方法有：C4（玉米糖浆检测），SMR（大米糖浆检测），SMB（甜菜糖浆检测），C3/C4（碳同位素比率法），TLC（高果糖淀粉糖浆薄层法）和外来酶法等6种检测方法。 现代分析技术是有效且准确鉴别蜂蜜真假的检测方法。其鉴别蜂蜜掺假的根本原理是基于天然蜂蜜与掺假蜂蜜的化学成分差异，测定其光谱、色谱和质谱。但是现代分析技术也存在着仪器价格昂贵、操作复杂、检测时间长、只能在实验室中使用等缺点，已不能满足生产实践中对蜂蜜产品品质及掺假判别进行大批量、快速、无损检测的需求。 蜂蜜掺假鉴别的理想方法应该是快速、廉价、能够广泛普及的，而基于红外光谱等无损检测技术具有这方面的优势，无损检测技术对蜂蜜掺假和制假鉴别是今后鉴别蜂蜜真假的一个重要发展方向。红外检测技术（包括近红外和中红外）就是以红外光作为光源，照射在蜂蜜的内部，利用红外光在蜂蜜中发生吸收、反
蔡司光电二极管阵列光谱仪模块(diodearrayspectromete
蔡司光电二极管阵列光谱仪模块(diode array spectrometer module) 发展外况 由于光学技术、材料技术、电子技术、计算机技术的迅速发展，蔡司于十年已开始光电二极管阵列光谱仪模块的生产及应用推广。现今这类产品已成为测量和分析的基本单元。只要在进行系统设计的基础上，配以相应的辅助部件、电路、计算机、软件等，能够研制出满足各种需求的精密仪器设备。 以光電二极管阵列光谱仪模块为核心的设备能够测量的参数：发光辐射度、荧光发射度、波长测量、颜色测量、膜层厚度测量、温度测量、浓度测量、气体成分测量等；能够测量的光谱达到的范围：紫外、可见、近红外和红外波段；能够测量的对象：激光、照明光源、发光管、液体、织物、宝石等；模块广泛应用于环境监测、工业分析、缺陷检测、化学分析、食品品质检测、材料分析、医学诊断、临床检验、航空航天、遥感等领域。 模块结构 光電二极管阵列光谱仪模块，具有一个设计极佳的结构组成，主体机壳全封闭式的将传送光的光纤(OPTICAL FIBRE)、光纤截面转换器(CROSS SECTION CONVERTER)、凹面成像光栅(CONCAVE GRATING)、二极管阵列紧凑(DIODE ARRAY)、永久的粘在一起，并有相应的电路(CIRCUIT BOARD)，构成尽可能小的单元模块。两种模块形式如图1、图2所示。 模块的集成和微型是随着光纤技术、光栅技术、二极管阵列检测技术、电子元器件技术、材料技术的进步和发展而来，更多地成为现场检测和实时监控仪器的首选单元。 图1 光電二极管阵列光谱仪模块(微型，内置控制电路和前置放大器)
图2 光电二极管阵列光谱仪模块(分辨率高，外置控制电路和前置放大器) 产品特点 1.工艺先进：紧凑的机械结构；全封闭；光学部件永久定位；没有机械调整；具有对机 械冲击高度的非敏感性；从而导致非常高的可靠性。 2.仅需要成像光栅，省掉了常规光谱仪中的透镜、凹面镜、平面镜等多个部件。 3.体积小；结构完全免维护；不需重新校正；结实耐用；热稳定性好。 4.可以选择较宽的动态范围和波长范围。 5.高感旋光性；高光谱分辨率；高灵敏度；高效率。 6.良好的波长重复性和波长准确性，结果完全可信。 7.用于各种测量目的，同时多波长测量；完整的多成分分析；测量简单可靠。 8.技术先进：能够连续、稳定、快速的采集光谱数据；测量速度之快，可以用于在线 分析。 单元模块 单元模块的大小是由光纤狭缝、成像光栅、检测器件等部件尺寸决定的。参见图1、图2。从物理光学的角度看，部件尺寸仅由所需要的分辨率决定。由于在许多应用中只需很高的重现性，因此在满足一定分辨率的情况下，采用尽量小的部件。 光电二极管阵列光谱仪模块系列的设计理念是：在硬件上尽量简化光、机结构设计，在尽量减少部件数量的同时，不同型号的模块中尽量使用相同部件。 模块主体 在光电二极管阵列光谱仪模块内部，主体是由UBK7玻璃制成，成像光栅直接贴在玻璃体上，这样光栅是完全固定的，能够理想地防止灰尘和气体的侵蚀。使用高光学密度的材料以及更大的光学孔径，可以使用很小的光栅，从而达到更小的失真。 为了达到更好的传输效果，对于紫外波段的模块，固体玻璃主体被换为中空主体并与
澳大利亚蜂蜜中的羟甲基糠醛与淀粉酶含量
澳大利亚蜂蜜中的羟甲基糠醛与淀粉酶含量 摘要 澳洲蜂蜜样品(加工及未加工)的质量是用来评估HPLC技术。羟甲基糠醛作为主要的质量指标。包括四个经过商业加工的蜂蜜样品（澳大利亚雨林,Beechworth、homebrand和Leabrook)和三个未加工的蜂蜜样品(Banksia、灰盒子和Mallee)。所有样品,除了Leabrook和Beechworth,中的初始羟甲基糠醛(HMF)含量低于法典委员会标准和国际蜂蜜标准(40毫克/公斤)外，其余样品都高出标准。Leabrook和Beechworth中的羟甲基糠醛分别为50.8±1.34毫克/公斤和74.9 ±234毫克/公斤。在85°加热未加工的蜂蜜2分钟造成显著(p≤ 0.05)蓄积的羟甲基糠醛含量。在85°C加热2分钟后Mallee的样品中羟甲基糠醛的量从34.0±0.31增加到42.3±0.37毫克/公斤。所有的蜂蜜淀粉酶活性样品显示超过最低限度(8 Gothes)。蜂蜜成品的理化性质的变化有明显的样品。结果显示,加热也并不是唯一的影响羟甲基糠醛(HMF)在蜂蜜中形成的因素,还有蜂蜜的成分、pH值和植物源可导致这些变化。因此,一定数量的羟甲基糠醛(HMF)可能不是一个唯一的蜂蜜质量指标。 关键词: 羟甲基糠醛;Gothe单位数,淀粉酶活性;加工过的蜂蜜；新鲜蜂蜜。 1．介绍 澳大利亚新西兰食品标准 (FSANZ,2006年)规定了蜂蜜的定义即蜜蜂是从花朵或植物的生命部位所分泌的物质中制造出的自然甜美的物质。它必须包含至少60%的还原糖和不超过21%的水分。蜂蜜成分是高度受到蜂蜜所采的花朵的类型、区域和气候条件的影响(门德斯,Proenca、费雷拉、和费雷拉,1998)。 澳大利亚是世界上第四大蜂蜜出口国。在澳大利亚蜂蜜行业每年至少价值达6500万美元。新南威尔士是蜂蜜的主要生产者,占总产量的45%。制造出的蜂蜜有一半是在国内消费的,而剩下的则出口(澳大利亚蜂蜜工业委员会,2004年)。在澳大利亚桉树代表了生产蜂蜜的主要本土植物(78%)（吉布斯和Muirhead，1998)。约有95%的桉树构成了安大利亚的植被,统治了森林植被中的约550-600个不同类型的物种和品种,还有许多杂交物种(凯莉,1983)。 加热新鲜蜂蜜通常是为了方便加工和保持良好的质量。然而过度热处理会形成羟甲基糠醛(HMF)以及降低蜂蜜质量。羟甲基糠醛的量在新鲜蜂蜜中几乎没有或很低 ,而在加热过的蜂蜜中含量很高,它们储存在不适当的条件,或搀假在逆变糖浆中(Nozal伯纳作了开题报告,Toribio,希门尼斯,马丁,先后,2001)。蜂蜜的理化性质如酸碱度,矿物含量和总酸度也会影响羟甲基糠醛含量。在有机酸存在和低水分活动的情况下,也会影响产品中的羟甲基糠醛含量 (Kalabova ,Borkovcova ,Smutna,和Vecerek,2003)。食品法典(2001)和国际蜂蜜委员会 (2002)设定了最大的羟甲基糠醛浓度：非热带地
实验七尿淀粉酶活性测定
实验七尿淀粉酶活性测定 淀粉酶（AMY或AMS在体内的主要作用是水解淀粉，它随机地作用于淀粉分子内的 a—1, 4糖苷键生成葡萄糖、麦芽糖、寡糖及糊精。血清中的淀粉酶主要有胰型（P型）和 唾液型（S型）及其亚型同工酶组成，P型淀粉酶主要来源于胰腺，S型淀粉酶主要来源于唾 液腺。正常淀粉酶因分子量小，故可从肾小球滤过而由尿中排出。 【目的】 1、验证淀粉酶的催化作用。 2、观察淀粉及其水解产物分别与碘反应呈现的颜色变化。 【原理】血清及尿中的淀粉酶来源于胰腺和唾液腺，正常血清与尿中有一定活性。 Winslow 氏法测定尿和血清中淀粉酶活性是将试样作等比稀释，观察一系列试样在规定的 37C、30分钟的条件下，恰好能将0.1%淀粉溶液1ml水解（指加入碘液后不再呈蓝色）的 酶量定为淀粉酶的一个活性单位，乘以尿的稀释倍数，即可得知每项ml 尿液中的淀粉酶活性。 【器材】 试管（10mn X 100mr）、试管架、电热恒温水浴箱、吸管、洗耳球、滴管。 【试剂】 1 、 9%NaCl 2、0.3%碘液 3、0.1%淀粉溶液 【操作】 1 、准备尿液（自备）。 2、取 10支试管，编号，用吸管向管中加入0.9%NaCl 1ml。 3、用1ml吸管（注意应用刻度到头的）向第一管加尿液1ml，混合，再将试管中的液 体吸起，然后任其流回试管，如此重复三次，以便全管混匀，并借此冲洗吸管内壁。吸出此混合液1ml 移入第二管中。 4、用同法处理第二管使之混匀，并取出1ml 置于第三管中。依此类推，如此继续稀释 至第九管后，吸出1ml混合液弃之，这样既可获得分别含原尿液为1/2ml,1/4ml,1/8ml, ... 1/512ml 的不同浓度的尿稀释液。第十管不加尿液作为对照管。 5、从第十管起依次向各管迅速准确加入0.1%淀粉液2ml，迅速摇匀（是否充分混匀往
掺假蜂蜜鉴别方法
掺假蜂蜜鉴别方法 时间：2013年05月02日来源：经济动物学报 一、淀粉酶值的检测 天然蜂蜜中的淀粉酶来源于蜜蜂，是一种动物来源淀粉酶，稳定性较差，其活性极易受外界温度的影响，随时间的延长，活性下降。人为加入耐高温a-淀粉酶，即使长时间保存，蜂蜜酶值也不会下降，达到以次充好，获得较高利润的目的。 二、掺杂糖浆的检测 糖浆的物理特征与天然蜂蜜类似，直接用糖量分析无法鉴别出真假。通过淀粉酶活性检测和乙醇滴定只能检查蜂蜜掺入果葡糖浆，但蜂蜜中如果添加淀粉酶，则此法即行不通。再者，蜂蜜中添加物质多种多样，目前还没有唯一的方法来鉴别蜂蜜真实性，只能多种方法协同检测，主要有：稳定碳同位素比率法测定蜂蜜中c-4植物糖含量(GB／T 18932．1)、薄层色谱法测定蜂蜜中高果糖淀粉糖浆(GB／T18932．2—2002)和离子色谱法测定蜂蜜中淀粉糖浆(GB／T 21533-2008)，另外还有用近红外光谱技术、高效液相色谱鉴别蜂蜜真实性。
1、光谱法近年来，红外波谱、紫外光谱技术在成分的确定方面应用较多，在蜂蜜真假识别上也取得了显著的效果；而基于主成分分析-反向传播人工神经网络的紫外-可见吸收光谱技术能够方便、快速、准确地鉴别真假蜂蜜，为蜂蜜质量的快速检测提供可靠参考；荧光光谱技术的灵敏度远高于其他光谱技术，已被用于鉴定蜂蜜的植物来源。 2、碳稳定同位素检验法(MS法) 该法已经成为检测蜂蜜中c4植物糖浆含量的标准方法。但是这种方法对于低含量的c4植物糖浆掺假以及掺入c3植物糖浆(如大米糖浆、甜菜糖浆)的掺假判定存在缺陷。液相色谱-同位素比值质谱法(LC-IRMS)的引入为更精确地测定蜂蜜的同位素值，判定蜂蜜掺假情况提供了更为准确的方法。 3、色谱法色谱方法已被广泛应用于各类物质的分离和分析。在蜂蜜的鉴定方面，尤其对其中的单一成分，如各种单糖及其含量比值等。 4、理化鉴别仪器分析方法对普通消费者而言，在蜂蜜掺假鉴别方面具有一定的局限性。有资料介绍了一些简易的鉴别方法，如鉴别蜂蜜掺水可以用拉丝法、燃烧法和比重法；蜂蜜中掺杂饴糖、蔗糖或淀粉则色泽变暗，透明度差，味淡。
二级管在光伏阵列中的作用及原理分析
本设计主要阐述了分析二极管在光伏阵列的作用。根据太阳电池的仿真模型，建立光伏阵列的仿真模型，分析计算二极管在阵列中的作用。得出二极管在光伏阵列中的作用是：1防夜间蓄电池给太阳能组件反充，2防蓄电池反接负载。 关键字二极管光伏矩阵太阳能组件防反冲反接负载
摘要 (2) 绪言 (4) 一.光伏阵列 (5) 1.1二极管阵列检测器 (5) 1.2二级管阵列检测器的工作原理 (6) 1.3二级管阵列检测器优缺点 (6) 二.光伏阵列中二极管的种类及作用 (6) 三.光伏阵列中二极管作用及原理分析 (8) 四.光伏阵列在未来的发展 (9) 参考文献10
随着全球气候变暖、污染问题日益严重，从传统能源向可再生能源的转变势在必行。太阳能光伏技术（Photovoltaic）是将太阳能转化为电力的技术，其核心是可释放电子的半导体物质。最常用的半导体材料是硅。地壳硅储量丰富，可以说是取之不尽、用之不竭。太阳能光伏电池有两层半导体，一层为正极，一层为负极。阳光照射在半导体上时，两极交界处产生电流。阳光强度越大，电流就越强。太阳能光伏系统不仅只在强烈阳光下运作，在阴天也能发电。其优点有：燃料免费、没有会磨损、毁坏或需替换的活动部件、保持系统运转仅需很少的维护、系统为组件，可在任何地方快速安装、无噪声、无有害排放和污染气体等。其中太阳能作为可再生能源的重要部分，最近几年已经得到了很广泛的应用，如何提高太阳能的利用效率成为研究热点之一。本文首先从晶体硅太阳电池的等效电路图入手，根据电路分析的知识求解出等效电路伏安特性的数学表达式，建立光伏组件和阵列仿真模型，分析二极管在太阳电池、组件及阵列中的作用，及其导通电压的大小对光伏应用效果的影响，其分析结果具有较好的实践价值。
(植物中)淀粉酶活性的测定
(植物中)淀粉酶活性的测定 一实验目的 本实验的目的在于掌握淀粉酶的提取及活性的测定方法。 二实验原理 植物中的淀粉酶能将贮藏的淀粉水解为麦芽糖。淀粉酶几乎存在于所有植物中，有α－淀粉酶及β－淀粉酶，其活性因植物生长发育时期不同而有所变化，其中以禾谷类种子萌发时淀粉酶活性最强。 α－淀粉酶和β－淀粉酶都各有其一定的特性，如β－淀粉酶不耐热，在高温下容易钝化，而α－淀粉酶不耐酸，在pH3.6以下容易发生钝化。通常酶提取液中同时存在两种淀粉酶，测定时，可以根据他们的特性分别加以处理，钝化其中之一，即可以测出另一种酶的活性。将提取液加热到70℃维持15分钟以钝化β－淀粉酶，便可测定α－淀粉酶的活性。或者将提取液用pH3.6的醋酸在0℃加以处理，钝化α－淀粉酶，以测出β－淀粉酶的活性。 淀粉酶水解淀粉生成的麦芽糖，可用3,5－二硝基水杨酸试剂测定。由于麦芽糖能将后者还原成3－氨基-5-硝基水杨酸的显色基团，在一定范围内其颜色的深浅与糖的浓度成正比，故可以求出麦芽糖到含量。以麦芽糖的毫克数表示淀粉酶活性大小。 三实验材料 萌发的小麦、大麦或者豆类等（芽长1cm左右） 四实验仪器和试剂 1．仪器： 电子天平、研钵、100mL容量瓶（1个）、50mL量筒（1个）、刻度试管[25mL（9个）、10mL（1个）]、试管6支、移液管[1mL（2支）、2mL（2支）、10mL（2支）]、离心机、恒温水浴锅、7220型分光光度计 2．试剂： 1％淀粉溶液、0.4mol/LNaOH、 pH5.6的柠檬酸缓冲液：A、称取柠檬酸20.01g，溶解后稀释至1 000mL；B、称取柠檬酸钠29.41g，溶解后稀释至1 000mL；取A液13.70mL与B液26.30mL 混匀即是。 3,5－二硝基水杨酸：精确称取3,5－二硝基水杨酸1g溶于20mL1mol/LNaOH 中，加入50mL蒸馏水，在加入30g酒石酸钾钠，待溶解后用蒸馏水稀释至100mL，盖紧瓶盖，勿让CO2进入。 麦芽糖标准液：称取化学纯麦芽糖0.100g溶于少量蒸馏水中仔细移入100mL 容量瓶中，用蒸馏水稀释至刻度。 五操作步骤 1．酶液的提取： 称取萌发的水稻种子0.5g（芽长1cm左右，置于研钵中加石英砂研磨成匀浆，移入25mL刻度试管中，用水稀释至刻度，混匀后在温室下放置，每隔数分钟振荡一次，放置20分钟后离心，取上清液备用。 2．α－淀粉酶活性的测定： （1）取三支试管，编号注明1支为对照管，2支为测试管。 （2）于每管中各加入酶提取液1mL，在70℃恒温水浴中（水文的变化不应该超过±0.5℃），准确加热15分钟，在此期间β－淀粉酶受热钝化，取出后迅速在自来水中冷却。
淀粉酶活性的测定
淀粉酶活性的测定 一、原理 淀粉酶（amylase）包括几种催化特点不同的成员，其中α－淀粉酶随机地作用于淀粉的非还原端，生成麦芽糖、麦芽三糖、糊精等还原糖，同时使淀粉浆的粘度下降，因此又称为液化酶；β－淀粉酶每次从淀粉的非还端切下一分子麦芽糖，又被称为糖化酶；葡萄糖淀粉酶则从淀粉的非还原端每次切下一个葡萄糖。淀粉酶产生的这些还原糖能使3，5－二硝基水杨酸还原，生成棕红色的3－氨基－5－硝基水杨酸。淀粉酶活力的大小与产生的还原糖的量成正比。可以用麦芽糖制作标准曲线，用比色法测定淀粉生成的还原糖的量，以单位重量样品在一定时间内生成的还原糖的量表示酶活力。几乎所有植物中都存在有淀粉酶，特别是萌发后的禾谷类种子淀粉酶活性最强，主要是α－和β－淀粉酶。Α－淀粉酶不耐酸，在pH3.6以下迅速钝化；而β－淀粉酶不耐热，在70℃15min则被钝化。根据它们的这种特性，在测定时钝化其中之一，就可测出另一个的活力。本实验采用加热钝化β－淀粉酶测出α－淀粉酶的活力，再与非钝化条件下测定的总活力（α＋β）比较，求出β－淀粉酶的活力。 二、材料、仪器设备及试剂 （一）材料：萌发的小麦种子（芽长约1cm）。 （二）仪器设备：1. 分光光度计；2. 离心机；3. 恒温水浴（37℃，70℃，100℃）；4.具塞刻度试管；5. 刻度吸管；6. 容量瓶。 （三）试剂（均为分析纯）：1. 标准麦芽糖溶液（1mg/ml）：精确称取100mg麦芽糖，用蒸馏水溶解并定容至100ml；2. 3，5－二硝基水杨酸试剂：精确称取1g3，5－二硝基水杨酸，溶于20ml2mol/L NaOH溶液中，加入50ml蒸馏水，再加入30g酒石酸钾钠，待溶解后用蒸馏水定容至100ml。盖紧瓶塞，勿使CO2进入。若溶液混浊可过滤后使用；3.01mol/L pH5.6的柠檬酸缓冲液：A液（0.1mol/L 柠檬酸）：称取C6H8O7.H2O 21.01g，用蒸馏水溶解并定容至1L；B液（0.1mol/L 柠檬酸钠）：称取Na3C6H5O7.2H2O 29.41g，用蒸馏水溶解并定容至1L。取A液55ml与B液145ml混匀，即为0.1mol/L pH5.6的柠檬酸缓冲液；4.1％淀粉溶液：称取1g淀粉溶于100ml0.1mol/L pH5.6的柠檬酸缓冲液中。 三、实验步骤 （一）麦芽糖标准曲线的制作：取7支干净的具塞刻度试管，编号，按表（详教材）加入试剂。摇匀，置沸水浴中煮沸5min。取出后流水冷却，加蒸馏水定容至20ml。以1号管作为空白调零点，在540nm波长下比色测定。以麦芽糖含量为横座标，吸光度值为纵座标，绘制标准曲线. （二）酶液制备：称取1g萌发3天的小麦种子（芽长约1cm），置于研钵中，加少量石英砂和2ml蒸馏水，研磨成匀浆。将匀浆倒入离心管中，用6ml蒸馏水分次将残渣洗入离心管。提取液在室温下放置提取15～20min，每隔数min搅动1次，使其充分提取。然后在3000rpm 下离心10min，将上清液倒入100ml容量瓶中，加蒸馏水定容至刻度，摇匀，即为淀粉酶原液。吸取上述淀粉酶原液10ml，放入50ml容量瓶中，用蒸馏水定容至刻度，摇匀，即为淀粉酶稀释液。 （三）酶活力的测定：取6支干净的具塞刻度试管，编号，按表（详教材）进行操作。（四）结果计算：淀粉酶活力=C×V T/(W×V s×T)(mg/g/min)。式中，C为从标准曲线上查得的麦芽糖含量（mg）；VT为淀粉酶原液总体积（ml）；Vs为反应所用淀粉酶原液体积（ml）；W为样品重量（g）；t为反应时间（min）。
蜂蜜掺假检测方法分析总结
蜂蜜掺假检测方法分析总结 李兆锦广东医科大学药理学 [摘要]蜂蜜具有较高的营养价值和保健功能,深受消费者的青睐，但猖狂的掺假行为与复杂多样的掺假手段已成为社会关注的焦点。本文综述分析了目前各种蜂蜜掺假鉴别技术的优缺点，对新的检测技术进行展望。 [关键词]蜂蜜；检测；掺假 在最新国家蜂蜜标准GB 14963-2011中，首先规定了蜂蜜的含义，即“蜜蜂采集植物的花蜜、分泌物或蜜露，与自身分泌物融合后，经充分酿造而成的天然甜物质”。其成分复杂包括蛋白质、氨基酸、维生素、有机酸、色素、蜂花粉、激素、微量元素等[1]。《神农本草经》把“石蜜、蜂子、蜜蜡”列为上品，指出有“除百病、和百药”的作用，且“多服久服不伤人。” 《蜜蜂赋》中写道：“散似甘露，凝如割脂，冰鲜玉润，髓滑兰香。百药须之以谐和，扁鹊得之而术良。”可见其营养价值和功效之高，不法分子在巨大的商业利益驱动下，大肆作假，极大损害了蜂农、消费者和正规蜂蜜生产企业的利益。然而蜂蜜成分复杂、内部组分含量变化范围大等特征使得掺假造假容易，也使得蜂蜜品质检测技术遇到了很大的挑战。为使我国蜂蜜产业的健康发展，对建立一套灵敏、高效、准确的蜂蜜掺假鉴定方法具有非常重要的意义与价值，为建立蜂蜜掺假鉴定方法提供理论依据与实施基础。 1.造假手段 蜂蜜造假手段越来越多，随着检测方法的不断发展，造假手段也越来越多。但总的可分为以下几种[2]：（1）直接往蜂蜜中添加白糖或其他糖分（2）给蜜蜂喂食糖水（3）用白糖、明矾、香精等调出全假蜂蜜[3]。 2.鉴别方法 2.1传统鉴别法 对于一般的消费者来说，掌握一些普通简单的鉴别蜂蜜真假的方法尤为重要。首先是观察其颜色深浅，是否有光泽以及其组织状态是否呈胶体状，有无沉淀、杂质、气泡等；嗅其气味是否清香宜人；最后是品尝其滋味，感知味道是否清甜纯正，有无苦涩、酸和金属味等不良滋味以及麻舌感[4]。与蜂蜜接触最多的蜂农，他们建议，对于优劣蜂蜜，可以从如下几个方面进行区分[5]：第一，用碘酒判断是否有添加物。挑出一点蜜，兑入一两滴碘酒，如果蜂蜜变色（变色后为黑色略带蓝色）则说明该蜂蜜经过了后期加工，添加了白糖等物质。如果滴入碘酒不褪色，则说明该蜂蜜为正宗蜂蜜。第二，用纸巾检测是否含有水分。取一点蜂蜜放在纸巾上，如果蜂蜜很快扩散，说明其中添加了水分。反之，则说明该蜂蜜中没有添加水分，是比较纯的蜜。第三，看蜂蜜是否会结晶。一般而言，如果蜜糖好的话，会随着气温降低而产生结晶（如凝固的猪油一般）。而假蜂蜜一般不结晶。不过如果假蜂蜜中加入白糖，在一定条件下也会出现类似结晶的东西，在瓶底形成沉淀。但真蜂蜜结晶较为松软，放在手上很容易捻化，假蜂蜜析出的白糖沉淀较为致密，放在手上时，会有沙砾感。第四，纯正的蜂蜜表面无大量气泡，掺有淀粉的蜂蜜，会显得混浊不清，透明度差。第五，优质蜂蜜口感醇厚、回味绵长，给人一种芳香甜润的感觉，或有极轻微的淡酸味；质量较次或假蜂蜜，则会出现除香甜味外的其他异味，如掺糖蜜，白糖味较浓，掺淀粉的蜜，甜度下降香
淀粉酶活性测定实验报告
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：03 淀粉酶活性的测定 一、研究背景及目的 酶是高效催化有机体新陈代谢各步反应的活性蛋白，几乎所有的生化反应都离不开酶的催化，所以酶在生物体内扮演着极其重要的角色，因此对酶的研究有着非常重要的意义。酶的活力是酶的重要参数，反映的是酶的催化能力，因此测定酶活力是研究酶的基础。酶活力由酶活力单位表征，通过计算适宜条件下一定时间内一定量的酶催化生成产物的量得到淀粉酶是水解淀粉的糖苷键的一类酶的总称，按照其水解淀粉的作用方式，可分为α-淀粉酶和β-淀粉酶等。α-淀粉酶和β-淀粉酶是其中最主要的两种，存在于禾谷类的种子中。β-淀粉酶存在于休眠的种子中，而α-淀粉酶是在种子萌发过程中形成的。 α-淀粉酶活性是衡量小麦穗发芽的一个生理指标,α-淀粉酶活性低的品种抗穗发芽,反之则易穗发芽。目前,关于α-淀粉酶活性的测定方法很多种,活力单位的定义也各不相同,国内外测定α-淀粉酶活性的方法常用的有凝胶扩散法、3 ,5-二硝基水杨酸比色法和降落值法。这3 种方法所用的材料分别是新鲜种子、萌动种子和面粉,获得的α-淀粉酶活性应该分别是延迟(内 二、实验原理 萌发的种子中存在两种淀粉酶，分别是α-淀粉酶和β-淀粉酶，β-淀粉酶不耐热，在高温下易钝化，而α-淀粉酶不耐酸，在下则发生钝化。本实验的设计利用β-淀粉酶不耐热的特性，在高温下（70℃）下处理使得β-淀粉酶钝化而测定α-淀粉酶的酶活性。 酶活性的测定是通过测定一定量的酶在一定时间内催化得到的麦芽糖的量来实现的，淀粉酶水解淀粉生成的麦芽糖，可用3,5-二硝基水杨酸试剂测定，由于麦芽糖能将后者还原生成硝基氨基水杨酸的显色基团，将其颜色的深浅与糖的含量成正比，故可求出麦芽糖的含量。常用单位时间内生成麦芽糖的毫克数表示淀粉酶活性的大小。然后利用同样的原理测得两种淀粉酶的总活性。实验中为了消除非酶促反应引起的麦芽糖的生成带来的误差，每组实验都做了相应的对照实验，在最终计算酶的活性时以测量组的值减去对照组的值加以校正。 在实验中要严格控制温度及时间，以减小误差。并且在酶的作用过程中，四支测定管及空白管不要混淆。
[图]7种常见真假蜂蜜的鉴别方法,看看假蜂蜜是怎么加工的
很多人都知道蜂蜜，也有过购买蜂蜜的经验，先前都是在超市中购买，再到药店中购买，再到现在在的百度、淘宝上购买蜂蜜，可是面对这么多的蜂蜜选择，更让用户眼花缭乱，那么什么是真蜂蜜，什么是加工的蜂蜜？市场上假蜂蜜是什么做的，我们今天来普及一下常见蜂蜜造假方法。 常见的蜂蜜造假方法 1、以次充好 以不好的充当好的蜂蜜，如变质的蜂蜜（发酸、发酵）、1天的水蜂蜜，这几种蜂蜜的特点就是蜂蜜的味道很难闻，没有天然的植物花香，如洋槐花的浅谈味道； 2、加工蜂蜜-浓缩蜂蜜 以1天的水蜂蜜为原材料，加以葡萄糖、果葡糖浆等蜂蜜膏或是蜂产品，并非纯正的蜂蜜；1天的水蜂蜜经过高温浓缩机器的加工处理，已经损失了蜂蜜固有的营养成分，这
种蜂蜜看起来色泽很好看，但有加工的材料的味道； 3、加糖水的蜂蜜 “即便是亲眼看着蜂蜜从蜂箱里割出来，也不能确定这就是纯蜂蜜。”养蜂专家告诉记者，给蜜蜂喂白糖早已是行业“潜规则”，许多蜂农都采用这种方式保障产量，“现在的花期越来越短，花量也越来越少，根本不够蜂农分的。”因此，喂白糖水已经成为了蜂农惯用的手法。袁强表示，这种手法虽然也属于造假，对蜂蜜的口感和色泽影响较小，所以隐蔽性非常强，会减少蜂蜜的营养成分，到温度底时蜂蜜加工的糖会析出成发硬的结晶体；
4、洋槐蜜掺入便宜油菜蜜 洋槐蜜是最好的蜂蜜之一，很受消费者喜爱。洋槐花蜂蜜中可以掺入油菜花蜂蜜、白荆条蜂蜜，用蜂蜜勾兑的蜂蜜很多的消费者是没有办法分辨的；
5、假蜂蜜=果糖=生虫碎米粒 “果糖”无色透明，呈黏稠状，又叫“人造蜂蜜”，“果糖”之所以深受蜂蜜厂欢迎，是因为“果糖”各项指标都是针对蜂蜜国家标准规定而进行研制的。其中的“糠醛”等指标和蜂蜜国家标准规定的差不多，能够检测过关。事实上，在整个蜂产品行业，使用“果糖”冒充蜂蜜已不再是秘密。一些蜂蜜生产厂家为了人为提升蜂蜜等级，会使用甜味剂和调色剂改变蜂蜜外观和口感，原本二级蜂蜜就可以卖到一级品的价格，而且重量也有所增加。假蜂蜜外表看似清亮透明，粘稠度较高，与蜂蜜极为相似。勾兑蜂蜜果糖+蜂蜜增稠剂+色素=蜂蜜；
蜂蜜淀粉酶值实验教学改革与创新
蜂蜜淀粉酶值实验教学改革与创新 【摘要】蜂蜜淀粉酶值检测是控制蜂蜜产品质量和安全的重要指 标之一。为促动高校与社会食品检验方法的衔接，激发学生的学习热情，山东农业大学卫生检验教研组采用最新国标检测方法取代陈旧方 法应用于蜂蜜淀粉酶值实验教学。在实施的过程中，通过增加碘溶液 预热管数保证淀粉酶酶促反应温度的一致性，采用全自动酶标仪替代 分光光度计提升学生实验效率等改进措施，提升了实验数据和结果的 精确度和准确性，改善了实验教学秩序，确保了国标检测方法法在蜂 蜜淀粉酶值实验教学中的应用。 关键词：实验教学；国标法；蜂蜜淀粉酶值；改进 蜂蜜的营养价值很高，口感独特，深受消费者欢迎1-2。在蜂蜜 所含有的一系列营养物质中，生物酶是其主要的生物活性物质，其中 淀粉酶的含量最高，能够促动人体对食物的消化和营养物质的吸收3-4。但当前市场上蜂蜜产品的质量参差不齐，真假难辨5-8。而蜂蜜淀粉酶活性的检测是控制商品化蜂蜜产品质量和安全的重要指标之一9-10。 蜂蜜淀粉酶值的检测方法有试管比色法和分光光度计法，其中分光光 度计法是最新的国家标准方法11-12。紧跟时代的步伐，与时俱进是高校实验教学改革的灵魂，促动实验教学内容的革新对于学生掌握新概念、新知识、新技能，开阔视野和思路具有极为重要的意义。为和社 会衔接，学校对蜂蜜淀粉酶值检测的实验教学实行了一系列的改革， 其中“国标进课堂”取代陈旧实验方法就是其中一项重要举措。在改
革的过程中发现实验教学不同于简单的实验验证，需要几十人同时实行，涉及到仪器、耗材、场地的共享使用，简单地照搬照抄国标方法并不能直接用于实验教学。为使国标法更好地适合实验教学，山东农业大学动物科技学院卫生检验教研组对蜂蜜淀粉酶值检测的部分内容实行了改革和创新。 1实验方案的设计 1.1材料 1.1.1蜂蜜 来源于山东泰安某养蜂场的新鲜百花蜜。 1.1.2试剂及配制
测定α-淀粉酶活力的方法
实验五激活剂、抑制剂、温度及PH 对酶活性的影响 一、目的要求通过实验加深对酶性质的认识，了解测定a-淀粉酶活力的方法。 二、实验原理 酶是生物体内具有催化作用的蛋白质，通常称为生物催化剂。酶催化的反应称为酶促反应。生物催化剂催化生化反应时具有：催化效率好、有高度的专一性、反应条件温和、催化活力与辅基，辅酶，金属离子有关等特点。 能提高酶活力的物质，称为激活剂。激活剂对酶的作用有一定的选择性，其种类多为无机离子和简单的有机化合物。使酶的活力中心的化学性质发生变化，导致酶的催化作用受抑制或丧失的物质称为酶抑制剂。氯离子为唾液淀粉酶的激活剂，铜离子为其抑制剂。应注意的是激活剂和抑制剂不是绝对的，有些物质在低浓度时为某种酶的激活剂，而在高浓度时则为该酶的抑制剂。如氯化钠达到约30%浓度时可抑制唾液淀粉酶的活性。 酶促反应中，反应速度达到最大值时的温度和PH值称为某种酶作用时的最适温度和PH值。 温度对酶反应的影响是双重的：一方面随着温度的增加，反应速度也增加，直至最大反应速度为止；另一方面随着温度的不断升高，而使酶逐步变性从而使反应速度降低。同样，反应中某一PH 范围内酶活力可达最高，在最适PH 的两侧活性骤然下降，其变化趋势呈钟形曲线变化。 食品级a - 淀粉酶是一种由微生物发酵生产而制备的微生物酶制剂，主要由枯草芽孢杆菌、 黑曲霉、米曲霉等微生物产生。但不同菌株产生的酶在耐热性、酶促反应的最适温度、PH、对 淀粉的水解程度，以及产物的性质等均有差异。a -淀粉酶属水解酶，作为生物催化剂可随机作用于直链淀粉分子内部的a -1,4 糖苷键，迅速地将直链淀粉分子切割为短链的糊精或寡糖，使淀粉的粘度迅速下降，淀粉与碘的反应逐渐消失，这种作用称为液化作用，生产上又称 a -淀 粉酶为液化淀粉酶。a -淀粉酶不能水解淀粉支链的 a -1,6糖苷键，因此最终水解产物是麦芽 糖、葡萄糖和a -1,6 键的寡糖。 本实验通过淀粉遇碘显蓝色，糊精按其分子量的大小遇碘显紫蓝、紫红、红棕色，较小的糊精（少于6 个葡萄糖单位）遇碘不显色的呈色反应，来追踪a -淀粉酶作用于淀粉基质的水解过程，从而了解酶的性质以及动力学参数。 三、激活剂和抑制剂对唾液淀粉酶活力的影响 （一）试剂及材料 1、1: 30唾液淀粉酶配置用蒸馏水漱口，1min后收集唾液，以1: 30倍蒸馏水稀释。
蜂蜜中掺伪鉴别检验方法论述
蜂蜜中掺伪鉴别检验方法论述 姓名：叶泳班级：食安1201 学号：1201070522 摘要：淀粉酶在真假蜂蜜鉴别中的应用天然蜂蜜中的淀粉酶来源于蜜蜂，而不是花粉或花蜜，说明天然蜂蜜中的淀粉酶是一种动物来源淀粉酶。通常动物性酶的稳定性较差，其活性极易受到外界温度的影响，随着时间的延长，活性下降。天然蜂蜜淀粉酶值和蛋白质含量在储存过程中有相似的变化规律，即低温时，淀粉酶值和蛋白质含量都基本保持不变，但是随着储存温度提高和储存时间延长，样品的淀粉酶值和蛋白质含量迅速降低。 一、淀粉酶在真假蜂蜜鉴别中的应用【1】 天然蜂蜜中的淀粉酶来源于蜜蜂，而不是花粉或花蜜，说明天然蜂蜜中的淀粉酶是一种动物来源淀粉酶。通常动物性酶的稳定性较差，其活性极易受到外界温度的影响，随着时间的延长，活性下降。天然蜂蜜淀粉酶值和蛋白质含量在储存过程中有相似的变化规律，即低温时，淀粉酶值和蛋白质含量都基本保持不变，但是随着储存温度提高和储存时间延长，样品的淀粉酶值和蛋白质含量迅速降低。在储存过程中，天然蜂蜜淀粉酶值的变化与其蛋白质的变化密切相关，蛋白质在储存过程中降解可能是天然蜂蜜淀粉酶值降低的直接原因。与天然蜂蜜相反，掺假蜂蜜的淀粉酶值和蛋白质含量基本不受储存温度及时间的影响，这与假蜂蜜中添加的工业淀粉酶(诺维信耐温淀粉酶)的耐高温特性密切相关。通过跟踪测定蜂蜜的淀粉酶值变化可以判断蜂蜜产品是否掺假，同时也可以判定天然蜂蜜产品的新鲜程度 二、旋光法在检验蜂蜜中掺入糖类的应用【2】 由于不同种类的蜂蜜都有相对稳定的旋光度，一般为左旋。当掺入不同糖类后，蜂蜜的旋光度会发生变化，并随掺糖浓度的不同而有规律的变化，掺人蔗糖的蜂蜜，随着掺糖量的增加，其旋光度向右旋变化，掺入果糖或转化糖后，其变化趋势相反。通过测定其旋光度，判定蜂蜜的真伪以及掺假的浓度，但是蜂蜜样品pH及测定温度均会影响测定值的准确性。因此，测定过程中应控制合适的温度及pH，并使用醋酸铅作为澄清剂，沉淀蛋白质等大分子物质。 三、色谱分析法在蜂蜜品质鉴别中的应用 采用气相色谱、气液色谱、高压液相色谱、反向高效液相色谱、毛细管气相色谱等方法分析测定蜂蜜中的杀虫剂、杀螨剂、蜜蜂驱避剂及其代谢产物的残留